“Centro de Bachillerato Tecnológico
industrial y de servicios no.155”
Hidalgo Reyes Yahaira Anette.
2LM
Med. Víctor Manuel Alfaro López.
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 9
“Prueba de aglutinación en sangre.”
Operar Equipos de laboratorio (reactivos).
Objetivo: El alumno de laboratorio de análisis clínicos aprenderá a realizar una prueba de aglutinación en sangre fresca para poder llegar al análisis de tipos sanguíneos.
Introducción: El alumno técnico en laboratorio clínico deberá aprender a realizar la aglutinación en sangre practicando con cada integrante de la mesa.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Nuestro desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo:
1. Técnica de veno punción.
2. Se extrae la sangre del pliegue del brazo en volumen de 2.5 ml para trasvasarla al tubo con tapón morado que contiene anticoagulante.
Una vez que se tiene la sangre fresca, se puntea en la placa escavada utilizando una pipeta pasteur con bulbo.
3. Ya estando la sangre en la placa escavada se le aplica una gota de reactivo tipificador (a color amarrillo, b color azul y d transparente), se toman pedacitos de madera se mezclan cada uno y se espera a observar la reacción de aglutinación, la cual se presenta como si estuviera cortada la sangre en cualquiera de los tres puntos.
4. Ya observada la aglutinación limpiamos equipo, entregamos para resguardarlo debidamente.
Nota: Para poder entregar la evidencia de este trabajo se requiere tener los tres conceptos de preanalitica, analítica y postanalitica.
Este trabajo de las 3 etapas debe ser con la primera practica secuenciada hasta la practica 7, y teniendo como practica 10 la entrega de las 3 etapas en la prueba de aglutinación en plasma y prueba de aglutinación en sangre, este trabajo se debe entregar ya elaborado con todos los gráficos realizados sin recortes pero si se pueden meter gráficos digitalizados con el pie de grafico, así mismo los trabajos de investigación de cada tema los cuales se deben renombrar y enumerar para ser entregados el día 10 de junio.
Nuestro desarrollo: Sacamos los dos tubos de la centrífuga y en otros dos tubos vaciamos el plasma y pipeteamos con la pipeta pasteur para depositar 6 gotas en la laminilla y les pusimos una gota de tifipicadores a cada una.
Revolvimos y después observamos en el microscopio.
Bitácora:
• Placa escavada de porcelana.
• Palillos de madera.
• Tubo de ensaye tapón morado con anticoagulante.
• Torniquete.
• Jeringa hipodérmica desechable 5ml.
• Torundas alcoholizadas.
• Torundas secas.
• Papel para cubrir mesa.
• Gradilla.
• Reactivos tipificadotes anti A, anti B, y anti D.
Conclusión: En esta practica teníamos que identificar microorganismos y aprender a separar el plasma de la sangre utilizando la centrifuga.
sábado, 13 de junio de 2009
practica 8
“Centro de Bachillerato Tecnológico
industrial y de servicios no.155”
Hidalgo Reyes Yahaira Anette.
2LM
Med. Víctor Manuel Alfaro López.
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 8
“Aglutinación en sangre.”
Operar Equipos de laboratorio (reactivos).
Objetivo: El alumno de laboratorio de análisis clínicos aprenderá a realizar una prueba de aglutinación en suero sanguíneo y sangre fresca, utilizando los instrumentos de laboratorio, equipo científico y reactivos para alcanzar su objetivo en la elaboración de un examen clínico denominado RF; dándonos la oportunidad de poder investigar microorganismos bacteriológicos pertenecientes al grupo de las enterobacterias donde encontraremos salmonella, proteus, brusella.
Introducción: El alumno técnico en laboratorio clínico aprenderá a realizar la aglutinación en suero sanguíneo para poder identificar el tipo de sangre de un paciente.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Nuestro desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo:
Nota: Utilizar técnica de veno punción para la extracción de sangre fresca donde se obtendrán por medio de centrifugación la separación de paquete sanguíneo (sangre y suero plasmático).
En esta prueba se debe de aplicar el tema de serologia ya que ocuparemos los tificos H y O paratíficos A y B, brusella abortus y proteus 0X19.
Esta prueba es exclusivamente de aglutinación por lo que se debe observar a tras luz de forma macroscópica y en el microscopio en objetivo 10x de forma microscópica.
1. Se utiliza la técnica de veno punción para la extracción de sangre fresca en volumen de 2.5 ml.
2. Una vez obtenida la sangre se deposita en el tubo con tapón rojo, pero antes en el inicio de extracción y vaciamiento del tubo se toma el tiempo de coagulación el cual es de 1 a 2 min. Hasta 5 y en algunas ocasiones hasta 8 min.
3. Ya coagulada la sangre se retira el tapón del tubo y se depositan todos los tubos en la centrifuga para centrifugar a 1500 revoluciones por minuto, esto nos dará como resultado separación de paquetes.
4. Una vez que se tengan los paquetes de sangre y plasma se requiere un tubo de ensaye vació para trasvasar el plasma exclusivamente, con el que se trabajara el punteo en lamina de cristal utilizando la pipeta pasteur para puntear.
5. Ya obtenido el punteo de plasma en la lamina de cristal, se le agregara una gota de reactivo febriclin teniendo el cuidado necesario del orden de los “O, H, A, B, brusella y proteus”.
6. Ya obtenido este proceso y orden de los serotipos utilizamos pequeños pedazos del palillo de madera y mezclamos de forma individual cada uno de ellos, no se debe utilizar el mismo palillo.
7. Ya estando mezclada la solución plasmática y reactivo febriclin realizamos pequeños movimientos de rotación y traslación. Ya terminada la mezcla observamos de forma microscópica a tras luz y si obtenemos la sig. imagen punteada quiere decir que es una prueba positiva si no es así que este transparente se le de al termino de homogénea lo cual será negativa.
8. En la prueba que observamos de punteo una especie de arenilla tanto microscópicamente como microscópica nos esta indicando que tenemos una prueba de aglutinación en plasma y que debemos reportar de la sig. manera.
Con la palabra negativo o positivo.
Positivo para todas aquellas que lograremos observar la aglutinación y negativo para las que no tengan aglutinación.
9. En este examen de laboratorio se llevan acabo las tres etapas preanalitica, analítica y postanalitica.
Nuestro desarrollo: primero escogimos a dos personas para sacarles sangre y otras dos para que fueran los que sacaban sangre, se vaciaron en cuatro tubos de ensaye (2 de tapón rojo y 2 de tapón morado con anticoagulante). Esperamos a que se coagulara la sangre del tubo con tapón rojo duro 5 min. en la lamina pusimos tres gotas de sangre con la pipeta pasteur en la lamina y después pusimos los reactivos, mientras la centrifuga separaba el plasma de la sangre.
Después vimos los resultados y fueron ORH positivo de los dos pacientes.
Bitácora:
• Lamina de cristal para RF.
• Tubo con tapón rojo.
• Tubo con tapón morado anticoagulante.
• Palitos de madera.
• Torundas de algodón secas.
• Torundas de algodón alcoholizadas.
• Centrifuga.
• Microscopio.
• Reactivo Febriclin.
• Jeringa hipodérmica desechable.
• Torniquete.
• Masking tape.
• Pipeta pasteur con bulbo.
Conclusión: Gracias a este tema podremos determinar los tipos sanguíneos de cualquier paciente. Pero me hubiera gustado que el profe o Eduardo me sacaran sangre pero fue un alumno y no mas la regó ni supo pero bueno.
industrial y de servicios no.155”
Hidalgo Reyes Yahaira Anette.
2LM
Med. Víctor Manuel Alfaro López.
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 8
“Aglutinación en sangre.”
Operar Equipos de laboratorio (reactivos).
Objetivo: El alumno de laboratorio de análisis clínicos aprenderá a realizar una prueba de aglutinación en suero sanguíneo y sangre fresca, utilizando los instrumentos de laboratorio, equipo científico y reactivos para alcanzar su objetivo en la elaboración de un examen clínico denominado RF; dándonos la oportunidad de poder investigar microorganismos bacteriológicos pertenecientes al grupo de las enterobacterias donde encontraremos salmonella, proteus, brusella.
Introducción: El alumno técnico en laboratorio clínico aprenderá a realizar la aglutinación en suero sanguíneo para poder identificar el tipo de sangre de un paciente.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Nuestro desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo:
Nota: Utilizar técnica de veno punción para la extracción de sangre fresca donde se obtendrán por medio de centrifugación la separación de paquete sanguíneo (sangre y suero plasmático).
En esta prueba se debe de aplicar el tema de serologia ya que ocuparemos los tificos H y O paratíficos A y B, brusella abortus y proteus 0X19.
Esta prueba es exclusivamente de aglutinación por lo que se debe observar a tras luz de forma macroscópica y en el microscopio en objetivo 10x de forma microscópica.
1. Se utiliza la técnica de veno punción para la extracción de sangre fresca en volumen de 2.5 ml.
2. Una vez obtenida la sangre se deposita en el tubo con tapón rojo, pero antes en el inicio de extracción y vaciamiento del tubo se toma el tiempo de coagulación el cual es de 1 a 2 min. Hasta 5 y en algunas ocasiones hasta 8 min.
3. Ya coagulada la sangre se retira el tapón del tubo y se depositan todos los tubos en la centrifuga para centrifugar a 1500 revoluciones por minuto, esto nos dará como resultado separación de paquetes.
4. Una vez que se tengan los paquetes de sangre y plasma se requiere un tubo de ensaye vació para trasvasar el plasma exclusivamente, con el que se trabajara el punteo en lamina de cristal utilizando la pipeta pasteur para puntear.
5. Ya obtenido el punteo de plasma en la lamina de cristal, se le agregara una gota de reactivo febriclin teniendo el cuidado necesario del orden de los “O, H, A, B, brusella y proteus”.
6. Ya obtenido este proceso y orden de los serotipos utilizamos pequeños pedazos del palillo de madera y mezclamos de forma individual cada uno de ellos, no se debe utilizar el mismo palillo.
7. Ya estando mezclada la solución plasmática y reactivo febriclin realizamos pequeños movimientos de rotación y traslación. Ya terminada la mezcla observamos de forma microscópica a tras luz y si obtenemos la sig. imagen punteada quiere decir que es una prueba positiva si no es así que este transparente se le de al termino de homogénea lo cual será negativa.
8. En la prueba que observamos de punteo una especie de arenilla tanto microscópicamente como microscópica nos esta indicando que tenemos una prueba de aglutinación en plasma y que debemos reportar de la sig. manera.
Con la palabra negativo o positivo.
Positivo para todas aquellas que lograremos observar la aglutinación y negativo para las que no tengan aglutinación.
9. En este examen de laboratorio se llevan acabo las tres etapas preanalitica, analítica y postanalitica.
Nuestro desarrollo: primero escogimos a dos personas para sacarles sangre y otras dos para que fueran los que sacaban sangre, se vaciaron en cuatro tubos de ensaye (2 de tapón rojo y 2 de tapón morado con anticoagulante). Esperamos a que se coagulara la sangre del tubo con tapón rojo duro 5 min. en la lamina pusimos tres gotas de sangre con la pipeta pasteur en la lamina y después pusimos los reactivos, mientras la centrifuga separaba el plasma de la sangre.
Después vimos los resultados y fueron ORH positivo de los dos pacientes.
Bitácora:
• Lamina de cristal para RF.
• Tubo con tapón rojo.
• Tubo con tapón morado anticoagulante.
• Palitos de madera.
• Torundas de algodón secas.
• Torundas de algodón alcoholizadas.
• Centrifuga.
• Microscopio.
• Reactivo Febriclin.
• Jeringa hipodérmica desechable.
• Torniquete.
• Masking tape.
• Pipeta pasteur con bulbo.
Conclusión: Gracias a este tema podremos determinar los tipos sanguíneos de cualquier paciente. Pero me hubiera gustado que el profe o Eduardo me sacaran sangre pero fue un alumno y no mas la regó ni supo pero bueno.
practica 7
“Centro de Bachillerato Tecnológico
industrial y de servicios no.155”
Hidalgo Reyes Yahaira Anette.
2LM
Med. Víctor Manuel Alfaro López.
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 7
“Observación microscópica.”
Operar Equipos de laboratorio (reactivos).
Objetivo: El alumno técnico en laboratorio clínico deberá observar microscópicamente su frotis ya elaborado con la tinción de Gram y describir y anotar los cambios y las observaciones en la bitácora y su desarrollo.
Introducción: Los alumnos de laboratorio clínico realizaran la observación microscópica de su frotis con la tinción de Gram en el menor tiempo posible.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Nuestro desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo: Una vez teñida la laminilla con el frotis se le aplica una gota de aceite de inmersión para poder observar el objetivo de 100x.
En este proceso de observación microscópica tenemos la facilidad de poder observar formas esféricas y bacilos (bastoncitos) lo que nos da como resultado observar las coloraciones que se presentan en la tinción de gram.
La presentación en estas nos indica que estamos observando bacterias denominadas cocos, donde debemos investigar sus características coloniales nombres de importancia medica.
Cuando observamos bastoncitos estamos tratando de identificar bacilos donde encontraremos una gran variedad de ellos de forma estructural.
Nuestro desarrollo: Después de tener el frotis ya elaborado y poner el aceite de inmersión nos dirigimos al microscopio para poder observar lo que contiene.
Yo observe unas pequeñas ramificaciones y unas pequeñas bolitas juntas de tres en tres, las ramificaciones eran color anaranjado y eran pequeñas, el fondo era blanco.
Bitácora:
• Microscopio.
• 2 mecheros.
• Aceite de inmersión.
• Papel secante.
• 9 porta objetos con frotis ya elaborado.
• Papel para vestir mesa.
Conclusión: Fue una buena experiencia observar todo nuestro trabajo la verdad me sentí muy bien al ver el resultado por que nos costo mucho trabajo. Pero valió la pena todo el esfuerzo.
industrial y de servicios no.155”
Hidalgo Reyes Yahaira Anette.
2LM
Med. Víctor Manuel Alfaro López.
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 7
“Observación microscópica.”
Operar Equipos de laboratorio (reactivos).
Objetivo: El alumno técnico en laboratorio clínico deberá observar microscópicamente su frotis ya elaborado con la tinción de Gram y describir y anotar los cambios y las observaciones en la bitácora y su desarrollo.
Introducción: Los alumnos de laboratorio clínico realizaran la observación microscópica de su frotis con la tinción de Gram en el menor tiempo posible.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Nuestro desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo: Una vez teñida la laminilla con el frotis se le aplica una gota de aceite de inmersión para poder observar el objetivo de 100x.
En este proceso de observación microscópica tenemos la facilidad de poder observar formas esféricas y bacilos (bastoncitos) lo que nos da como resultado observar las coloraciones que se presentan en la tinción de gram.
La presentación en estas nos indica que estamos observando bacterias denominadas cocos, donde debemos investigar sus características coloniales nombres de importancia medica.
Cuando observamos bastoncitos estamos tratando de identificar bacilos donde encontraremos una gran variedad de ellos de forma estructural.
Nuestro desarrollo: Después de tener el frotis ya elaborado y poner el aceite de inmersión nos dirigimos al microscopio para poder observar lo que contiene.
Yo observe unas pequeñas ramificaciones y unas pequeñas bolitas juntas de tres en tres, las ramificaciones eran color anaranjado y eran pequeñas, el fondo era blanco.
Bitácora:
• Microscopio.
• 2 mecheros.
• Aceite de inmersión.
• Papel secante.
• 9 porta objetos con frotis ya elaborado.
• Papel para vestir mesa.
Conclusión: Fue una buena experiencia observar todo nuestro trabajo la verdad me sentí muy bien al ver el resultado por que nos costo mucho trabajo. Pero valió la pena todo el esfuerzo.
practica 6
“Centro de Bachillerato Tecnológico
industrial y de servicios no.155”
Hidalgo Reyes Yahaira Anette.
2LM
Med. Víctor Manuel Alfaro López.
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 6
“Tinción de Gram.”
Operar Equipos de laboratorio (reactivos).
Objetivo: El alumno técnico en laboratorio clínico deberá aprender a realizar la tinción de Gram en su frotis ya realizado.
Se debe realizar una tinción de gram en el frotis preparado anteriormente para poder llegar a la observación microscópica de los microorganismos denominados bacterias los que observamos en forma de estrías, bastones y espirales cabe mencionar en este elemento de observación no podríamos llegar a señalar microscópicamente las espirales.
Introducción: Los alumnos de laboratorio clínico realizaron una previa investigación del tema de cocos y bacilos sus características formas etc. para poder identificar algunas formas de lo que se vara en el microscopio.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Nuestro desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo: Realizamos el proceso de tinción utilizando la tinción de gram que anteriormente ya investigamos para aplicar la técnica correspondiente de la tinción la que se basa en tiempo.
Una vez la laminilla de cristal verificamos que no se queme con tintura por lo que no sirve, y como resultado debemos elaborar un nuevo frotis.
Si la laminilla en su termino esta bien teñida acudimos a aplicarle un gota de aceite de inmersión, la montamos en la platina del micro aseguramos con las pinzas de la platina, una vez estando asegurada realizaremos el enfoque en 100x para que nuestra observación microscópica de resultado de poder visualizar las bacterias de forma esférica y de forma en bastón, ambas se pueden encontrar en una sola pieza 2, 3, 4 piezas tercer plano a estas esferas se les denomina cocos.
Nuestro desarrollo: Ya teniendo el frotis en nuestras manos pasamos al procedimiento de tinción hicimos todos los pasos anotados en el pizarrón.
1. colocar la separación fijada con la solución de cristal violeta durante 1 min.
2. lavar con solución rodada (lugol).
3. cubrir el frotis con lugol durante 1 min.
4. escurrir y descolorar por alcohol hasta que no arrastre más cristal violeta.
5. lavar con agua.
6. cubrir con la solución de fucsina por 1 min.
7. lavar con agua, secar al aire y examinar con objeto de inmersión.
Cada uno de los pasos era de un minuto terminado ya el proceso lavamos con agua y dejamos secar el porta objetos y le pusimos solo una gota de aceite de inmersión.
Bitácora:
• microscopio.
• 9 porta objetos con frotis ya elaborado.
• Caja de copli.
• 2 mecheros.
• Papel secante.
• Papel para vestir mesa.
Conclusión: Esta práctica fue un poco desastrosa ya que no se pusieron en orden para realizar todo ese proceso anteriormente mencionado.
Y no se tomo el tiempo necesario y no les quedo como era a algunos se les quemo el frotis y otros no podían enfocar creo que ocupamos un poco mas de orden.
industrial y de servicios no.155”
Hidalgo Reyes Yahaira Anette.
2LM
Med. Víctor Manuel Alfaro López.
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 6
“Tinción de Gram.”
Operar Equipos de laboratorio (reactivos).
Objetivo: El alumno técnico en laboratorio clínico deberá aprender a realizar la tinción de Gram en su frotis ya realizado.
Se debe realizar una tinción de gram en el frotis preparado anteriormente para poder llegar a la observación microscópica de los microorganismos denominados bacterias los que observamos en forma de estrías, bastones y espirales cabe mencionar en este elemento de observación no podríamos llegar a señalar microscópicamente las espirales.
Introducción: Los alumnos de laboratorio clínico realizaron una previa investigación del tema de cocos y bacilos sus características formas etc. para poder identificar algunas formas de lo que se vara en el microscopio.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Nuestro desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo: Realizamos el proceso de tinción utilizando la tinción de gram que anteriormente ya investigamos para aplicar la técnica correspondiente de la tinción la que se basa en tiempo.
Una vez la laminilla de cristal verificamos que no se queme con tintura por lo que no sirve, y como resultado debemos elaborar un nuevo frotis.
Si la laminilla en su termino esta bien teñida acudimos a aplicarle un gota de aceite de inmersión, la montamos en la platina del micro aseguramos con las pinzas de la platina, una vez estando asegurada realizaremos el enfoque en 100x para que nuestra observación microscópica de resultado de poder visualizar las bacterias de forma esférica y de forma en bastón, ambas se pueden encontrar en una sola pieza 2, 3, 4 piezas tercer plano a estas esferas se les denomina cocos.
Nuestro desarrollo: Ya teniendo el frotis en nuestras manos pasamos al procedimiento de tinción hicimos todos los pasos anotados en el pizarrón.
1. colocar la separación fijada con la solución de cristal violeta durante 1 min.
2. lavar con solución rodada (lugol).
3. cubrir el frotis con lugol durante 1 min.
4. escurrir y descolorar por alcohol hasta que no arrastre más cristal violeta.
5. lavar con agua.
6. cubrir con la solución de fucsina por 1 min.
7. lavar con agua, secar al aire y examinar con objeto de inmersión.
Cada uno de los pasos era de un minuto terminado ya el proceso lavamos con agua y dejamos secar el porta objetos y le pusimos solo una gota de aceite de inmersión.
Bitácora:
• microscopio.
• 9 porta objetos con frotis ya elaborado.
• Caja de copli.
• 2 mecheros.
• Papel secante.
• Papel para vestir mesa.
Conclusión: Esta práctica fue un poco desastrosa ya que no se pusieron en orden para realizar todo ese proceso anteriormente mencionado.
Y no se tomo el tiempo necesario y no les quedo como era a algunos se les quemo el frotis y otros no podían enfocar creo que ocupamos un poco mas de orden.
practica 5
“Centro de Bachillerato Tecnológico
industrial y de servicios no.155”
Hidalgo Reyes Yahaira Anette.
2LM
Med. Víctor Manuel Alfaro López.
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 5
“Frotis.”
Operar Equipos de laboratorio (reactivos).
Objetivo: El alumno técnico en laboratorio clínico deberá aprender a realizar los frotis para poder observar con el microscopio los microorganismos desarrollados en las siembras elaboradas ya hace una semana.
Introducción: Los alumnos de laboratorio clínico deberán elaborar los frotis paso a paso teniendo cuidado de no romper el porta objetos teniendo como finalidad observar microscópicamente los microorganismos que se desarrollaron en las siembras.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Nuestro desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo: Se toma un porta objetos limpio para poder realizar en su superficie un frotis fresco con el material de la caja petri “bacteriológico”.
Con el asa bacteriológica se va a realizar un barrido en el porta objetos en su parte central, esterilizando primero el asa bacteriológica en la flama del mechero dejándola hasta el rojo vivo, se retira, se introduce al vaso de precipitado se toma un gota de agua con el asa se introduce a la caja petri sobre las colonias desarrolladas se toma una pequeña muestra del producto que se desarrollo en el interior y se deposita en el porta objetos dándole pequeños movimientos de izquierda a derecha para extender el producto obtenido.
Si el frotis se encuentra grueso se vuelve a esterilizar el asa bacteriológica se vuelve a tomar una gota de agua se deposita en el porta objetos sobre el producto anteriormente depositado y se realiza nuevamente la maniobra y así sucesivamente hasta que quede delgado.
Una vez terminado el proceso de barrido realizamos una maniobra sobre la flama del mechero con el mismo sin dejarlo fijamente en la flama esto se llama fijación de frotis por calor seco a fuego directo.
Nuestro desarrollo: Ya que entramos al laboratorio con nuestro equipo de bioseguridad preparamos los materiales que ocuparíamos y vestimos la mesa.
Nos entregaron 9 asas bacteriológicas prendimos los dos mecheros, el profesor nos entrego un porta objetos a cada uno de los integrantes.
Esterilizamos al asa bacteriológica, tomamos otra gota de agua y tomamos un poco de la siembra frotamos en el porta objetos de izquierda a derecha hasta que quedara casi transparente.
Posteriormente pasamos el porta objetos en el mechero hasta que quedara fijado; envolvimos los porta objetos ya enumerados en papel secante, después juntamos las cajas petri y entregamos.
Bitácora:
• 9 asas bacteriológicas.
• 9 cajas petri con medio de cultivo ya elaborado.
• Papel secante.
• 9 porta objetos.
• Papel para vestir mesa.
• Vaso de precipitado.
• 2 mecheros.
Conclusión: A pesar de que esta práctica la realizamos en menos de un hora creo que nos fue bien ya que no ocurrió ningún accidente y habíamos estudiado todos.
industrial y de servicios no.155”
Hidalgo Reyes Yahaira Anette.
2LM
Med. Víctor Manuel Alfaro López.
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 5
“Frotis.”
Operar Equipos de laboratorio (reactivos).
Objetivo: El alumno técnico en laboratorio clínico deberá aprender a realizar los frotis para poder observar con el microscopio los microorganismos desarrollados en las siembras elaboradas ya hace una semana.
Introducción: Los alumnos de laboratorio clínico deberán elaborar los frotis paso a paso teniendo cuidado de no romper el porta objetos teniendo como finalidad observar microscópicamente los microorganismos que se desarrollaron en las siembras.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Nuestro desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo: Se toma un porta objetos limpio para poder realizar en su superficie un frotis fresco con el material de la caja petri “bacteriológico”.
Con el asa bacteriológica se va a realizar un barrido en el porta objetos en su parte central, esterilizando primero el asa bacteriológica en la flama del mechero dejándola hasta el rojo vivo, se retira, se introduce al vaso de precipitado se toma un gota de agua con el asa se introduce a la caja petri sobre las colonias desarrolladas se toma una pequeña muestra del producto que se desarrollo en el interior y se deposita en el porta objetos dándole pequeños movimientos de izquierda a derecha para extender el producto obtenido.
Si el frotis se encuentra grueso se vuelve a esterilizar el asa bacteriológica se vuelve a tomar una gota de agua se deposita en el porta objetos sobre el producto anteriormente depositado y se realiza nuevamente la maniobra y así sucesivamente hasta que quede delgado.
Una vez terminado el proceso de barrido realizamos una maniobra sobre la flama del mechero con el mismo sin dejarlo fijamente en la flama esto se llama fijación de frotis por calor seco a fuego directo.
Nuestro desarrollo: Ya que entramos al laboratorio con nuestro equipo de bioseguridad preparamos los materiales que ocuparíamos y vestimos la mesa.
Nos entregaron 9 asas bacteriológicas prendimos los dos mecheros, el profesor nos entrego un porta objetos a cada uno de los integrantes.
Esterilizamos al asa bacteriológica, tomamos otra gota de agua y tomamos un poco de la siembra frotamos en el porta objetos de izquierda a derecha hasta que quedara casi transparente.
Posteriormente pasamos el porta objetos en el mechero hasta que quedara fijado; envolvimos los porta objetos ya enumerados en papel secante, después juntamos las cajas petri y entregamos.
Bitácora:
• 9 asas bacteriológicas.
• 9 cajas petri con medio de cultivo ya elaborado.
• Papel secante.
• 9 porta objetos.
• Papel para vestir mesa.
• Vaso de precipitado.
• 2 mecheros.
Conclusión: A pesar de que esta práctica la realizamos en menos de un hora creo que nos fue bien ya que no ocurrió ningún accidente y habíamos estudiado todos.
practica 4
“Centro de Bachillerato Tecnológico
industrial y de servicios no.155”
Hidalgo Reyes Yahaira Anette.
2LM
Med. Víctor Manuel Alfaro López.
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 4
“Observación microscópica.”
Operar Equipos de laboratorio (reactivos).
Objetivo: El alumno técnico de laboratorio clínico deberá observar microscópicamente las siembras en la caja petri después se anotaran las observaciones con el fin de que los alumnos aprendan a distinguir los cambios y las características de la siembra.
Introducción: Los alumnos de laboratorio clínico, deben observar los tipos de siembras para ver las características, tamaños, cambios, colores, olores, etc. de cada una de las siembras y saber a que siembra pertenece cada una de las cajas petri.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Nuestro desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo: El alumno realiza observación microscópica de las cajas petri anteriormente sembradas en las que se presenta desarrollo o crecimiento de colonias bacterianas.
Las cajas petri ya sembradas son depositadas en el campo esterilizado que se realiza con los dos mecheros en la parte media de la mesa.
Una vez teniendo el campo de esterilización se observan los crecimientos de las cajas petri se registra el olor que despide, el color que presenta, y se registra con grafico, dibujos y fotos.
Nuestro desarrollo: Entramos al laboratorio preparamos los materiales, llenamos el vale de materiales y después prendimos los dos macheros pegamos un pedazo de papel para vestir la mesa y ese era nuestro campo de esterilización. Nos entregaron las cajas petri y el pie de rey.
Después abrimos las cajas petri en el campo de esterilización observamos cuidadosamente y anotamos los cambios, posteriormente olimos cada quien su siembra y describió el olor, observamos su color y medimos su tamaño.
Anotamos cada cosa de las siembras tapamos nuevamente y entregamos al encargado del laboratorio.
Nota: No se realizo la observación de 24 hrs. Por que la practica se realizo en viernes y nos fue imposible observarla.
Bitácora:
• Pie de rey.
• 3 torundas de algodón.
• Cajas petri con el medio de cultivo ya elaborado.
• Papel para vestir mesa.
• 2 mecheros.
• 3 torundas de algodón alcoholizadas.
Color:
Agua fresca: morado.
Sangre: verdoso y blanco en las orillas.
Agua contaminada: morado.
Espacios interdentales: violeta con anaranjado.
Espacios interdigitales: verde seco.
Orina: anaranjado.
Orina: anaranjado.
Agua de frijoles: verde.
Olor:
Frijoles: frijoles podridos.
Agua fresca: vomito.
Sangre: vomito.
Agua contaminada: fruta pasada.
Espacios interdentales: agua de elote.
Espacios interdigitales: pies rancios.
Orina: baño y queso cotija.
Orina: vomito y baño.
Medidas:
Agua fresca: ½ cm. por ½ cm.
Sangre: 1 cm. Por 1 cm.
Agua contaminada: 6.3 cm. Por 6.7 cm.
Espacios interdentales: 1 ml. por colonia.
Espacios interdigitales: 5 cm. Por 4.2 cm.
Orina: 5.9 cm. Por 1.1 cm.
Orina: 4.8 cm. Por 2.7 cm.
Agua de frijoles: 6.7 cm. Por 4 cm.
Conclusión: Esta practica era muy corta pero nos llevo mucho tiempo por no ponernos deacuerdo. Tuvimos que oler cada siembra fue una experiencia mmm... no tan agradable pero me gusto mucho. Me impacto ver todos los gérmenes o bacterias que nos rodean y en cuanto tiempo crecieron.
industrial y de servicios no.155”
Hidalgo Reyes Yahaira Anette.
2LM
Med. Víctor Manuel Alfaro López.
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 4
“Observación microscópica.”
Operar Equipos de laboratorio (reactivos).
Objetivo: El alumno técnico de laboratorio clínico deberá observar microscópicamente las siembras en la caja petri después se anotaran las observaciones con el fin de que los alumnos aprendan a distinguir los cambios y las características de la siembra.
Introducción: Los alumnos de laboratorio clínico, deben observar los tipos de siembras para ver las características, tamaños, cambios, colores, olores, etc. de cada una de las siembras y saber a que siembra pertenece cada una de las cajas petri.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Nuestro desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo: El alumno realiza observación microscópica de las cajas petri anteriormente sembradas en las que se presenta desarrollo o crecimiento de colonias bacterianas.
Las cajas petri ya sembradas son depositadas en el campo esterilizado que se realiza con los dos mecheros en la parte media de la mesa.
Una vez teniendo el campo de esterilización se observan los crecimientos de las cajas petri se registra el olor que despide, el color que presenta, y se registra con grafico, dibujos y fotos.
Nuestro desarrollo: Entramos al laboratorio preparamos los materiales, llenamos el vale de materiales y después prendimos los dos macheros pegamos un pedazo de papel para vestir la mesa y ese era nuestro campo de esterilización. Nos entregaron las cajas petri y el pie de rey.
Después abrimos las cajas petri en el campo de esterilización observamos cuidadosamente y anotamos los cambios, posteriormente olimos cada quien su siembra y describió el olor, observamos su color y medimos su tamaño.
Anotamos cada cosa de las siembras tapamos nuevamente y entregamos al encargado del laboratorio.
Nota: No se realizo la observación de 24 hrs. Por que la practica se realizo en viernes y nos fue imposible observarla.
Bitácora:
• Pie de rey.
• 3 torundas de algodón.
• Cajas petri con el medio de cultivo ya elaborado.
• Papel para vestir mesa.
• 2 mecheros.
• 3 torundas de algodón alcoholizadas.
Color:
Agua fresca: morado.
Sangre: verdoso y blanco en las orillas.
Agua contaminada: morado.
Espacios interdentales: violeta con anaranjado.
Espacios interdigitales: verde seco.
Orina: anaranjado.
Orina: anaranjado.
Agua de frijoles: verde.
Olor:
Frijoles: frijoles podridos.
Agua fresca: vomito.
Sangre: vomito.
Agua contaminada: fruta pasada.
Espacios interdentales: agua de elote.
Espacios interdigitales: pies rancios.
Orina: baño y queso cotija.
Orina: vomito y baño.
Medidas:
Agua fresca: ½ cm. por ½ cm.
Sangre: 1 cm. Por 1 cm.
Agua contaminada: 6.3 cm. Por 6.7 cm.
Espacios interdentales: 1 ml. por colonia.
Espacios interdigitales: 5 cm. Por 4.2 cm.
Orina: 5.9 cm. Por 1.1 cm.
Orina: 4.8 cm. Por 2.7 cm.
Agua de frijoles: 6.7 cm. Por 4 cm.
Conclusión: Esta practica era muy corta pero nos llevo mucho tiempo por no ponernos deacuerdo. Tuvimos que oler cada siembra fue una experiencia mmm... no tan agradable pero me gusto mucho. Me impacto ver todos los gérmenes o bacterias que nos rodean y en cuanto tiempo crecieron.
practica 3
“Centro de Bachillerato Tecnológico
industrial y de servicios no.155”
Hidalgo Reyes Yahaira Anette.
2LM
Med. Víctor Manuel Alfaro López.
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 3
“Siembra en caja petri en forma de estrías.”
Operar Equipos de laboratorio (reactivos).
Objetivo: El alumno técnico en laboratorio clínico deberá hacer barias prácticas para poder realizar siembras en caja petri en forma de estrías, para poder hacer los medios de cultivo.
Introducción: Los alumnos de laboratorio clínico realizaron una previa investigación del tipo de estrías para poder identificar el tipo de medio de cultivo al que pertenecen.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Nuestro desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo: Se realiza la toma de muestra de desecho para sembrarla en forma de estría en caja petri de la sig. manera.
1. Con el asa bacteriológica tomamos una pequeña muestra de desechos y sembramos en forma estriada en la caja petri.
2. El asa bacteriológica se pasa por la flama del mechero para esterilizarla y volver a realizar el mismo proceso con otra muestra de desecho.
3. Una vez sembradas las cajas petri se cierran o se tapan, se etiquetan aplicando los datos de la muestra y el tipo de estría (el nombre de la estría sembrada).
4. Es importante realizar la siembra en caja petri con varilla de cristal a la cual le damos el nombre de siembra por dispersión.
5. Una vez etiquetadas las cajas se entregan al encargado (a) del laboratorio para que les de entrada al proceso de incubación. En la estufa para incubación a 37c durante 24, 48,72 hrs.
Nuestro desarrollo: Primero preparamos los materiales que ocupamos y después nos entregaron las cajas petri con el medio de cultivo ya elaborado, después tomamos las muestras de desecho: raspado interdental, orina, agua de fríjol, sangre, raspado de pies, agua contaminada, agua de sabor.
Después pusimos las cajas petri en medio de los dos mecheros y sembramos según la siembra que se deseaba, tomamos las muestras y raspamos después tapamos la caja y etiquetamos con los datos: nombre del paciente, (muestra), tipo de siembra, persona que lo realizo y mesa, cada uno realizo diferente tipo de muestra y después los juntamos, sellamos y llevamos a la incubación.
Bitácora:
• 7 Cajas petri con medio de cultivo ya elaborado.
• 6 asas bacteriológicas.
• 2 mecheros.
• Tubo de ensaye vació.
• Tubo de ensaye vació con tapón rojo.
• Gradilla.
• Papel para vestir mesa.
Conclusión: Esta práctica fue un poco más fácil ya que todos estudiamos y nos ayudamos unos a otros, podría decirse que trabajamos en equipo y llevamos acabo la nom-087 al deshacernos de los RPBI y llevamos a la estufa para el proceso de incubación.
industrial y de servicios no.155”
Hidalgo Reyes Yahaira Anette.
2LM
Med. Víctor Manuel Alfaro López.
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 3
“Siembra en caja petri en forma de estrías.”
Operar Equipos de laboratorio (reactivos).
Objetivo: El alumno técnico en laboratorio clínico deberá hacer barias prácticas para poder realizar siembras en caja petri en forma de estrías, para poder hacer los medios de cultivo.
Introducción: Los alumnos de laboratorio clínico realizaron una previa investigación del tipo de estrías para poder identificar el tipo de medio de cultivo al que pertenecen.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Nuestro desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo: Se realiza la toma de muestra de desecho para sembrarla en forma de estría en caja petri de la sig. manera.
1. Con el asa bacteriológica tomamos una pequeña muestra de desechos y sembramos en forma estriada en la caja petri.
2. El asa bacteriológica se pasa por la flama del mechero para esterilizarla y volver a realizar el mismo proceso con otra muestra de desecho.
3. Una vez sembradas las cajas petri se cierran o se tapan, se etiquetan aplicando los datos de la muestra y el tipo de estría (el nombre de la estría sembrada).
4. Es importante realizar la siembra en caja petri con varilla de cristal a la cual le damos el nombre de siembra por dispersión.
5. Una vez etiquetadas las cajas se entregan al encargado (a) del laboratorio para que les de entrada al proceso de incubación. En la estufa para incubación a 37c durante 24, 48,72 hrs.
Nuestro desarrollo: Primero preparamos los materiales que ocupamos y después nos entregaron las cajas petri con el medio de cultivo ya elaborado, después tomamos las muestras de desecho: raspado interdental, orina, agua de fríjol, sangre, raspado de pies, agua contaminada, agua de sabor.
Después pusimos las cajas petri en medio de los dos mecheros y sembramos según la siembra que se deseaba, tomamos las muestras y raspamos después tapamos la caja y etiquetamos con los datos: nombre del paciente, (muestra), tipo de siembra, persona que lo realizo y mesa, cada uno realizo diferente tipo de muestra y después los juntamos, sellamos y llevamos a la incubación.
Bitácora:
• 7 Cajas petri con medio de cultivo ya elaborado.
• 6 asas bacteriológicas.
• 2 mecheros.
• Tubo de ensaye vació.
• Tubo de ensaye vació con tapón rojo.
• Gradilla.
• Papel para vestir mesa.
Conclusión: Esta práctica fue un poco más fácil ya que todos estudiamos y nos ayudamos unos a otros, podría decirse que trabajamos en equipo y llevamos acabo la nom-087 al deshacernos de los RPBI y llevamos a la estufa para el proceso de incubación.
practica 2
“Centro de Bachillerato Tecnológico
industrial y de servicios no.155”
Hidalgo Reyes Yahaira Anette.
2LM
Med. Víctor Manuel Alfaro López.
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 2
“Técnica de esterilización.”
Operar Equipos de laboratorio (reactivos).
Objetivo: El alumno técnico en laboratorio clínico deberá aprender a realizar perfectamente y sin errores la técnica de esterilización para esterilizar algunas sustancias y los materiales que se usaran para las siguientes practicas. Teniendo como finalidad evitar que se infecten las cosas que maneja.
Introducción: Los alumnos de laboratorio clínico, deben saber la técnica de esterilización para utilizarla en cada práctica utilizando los conocimientos anteriormente conocidos para que no ocurra ningún accidente.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Nuestro desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo:
Técnica de esterilización
“Auto clave sistema de esterilización”
El auto clave es un herramienta que se ocupa para esterilizar materiales de laboratorio reactivos como medio de cultivo y algunos otros elementos que requiera esterilización.
La estructura de la auto clave es a base de material acerado e inoxidable y consta de los sig. elementos.
Tapa de acero inoxidable con válvula de escape, un manómetro con forma de reloj, de un registro de libras y grados centígrados.
Interna y externamente prende una manguera corrugada que nos de la facilidad de poder dejar salir el vapor.
En su interior contiene un contenedor de aluminio con dos asas; una pequeña parrilla donde se depositan los productos que se van a esterilizar, tiene como sostén una parrilla de alambre en el fondo se encuentra una resistencia que opera por medio de corriente alterna por amperes en la parte exterior se encuentra un dispositivo de encendido una parrilla de baja y alta temperatura y un foco luminoso color rojo.
En la parte superior se encuentran unos grilletes a base de rosca y que son medida de seguridad al cerrar se deben de manejar en forma de cruz.
Se debe manejar en su interior con agua destilada.
Nuestro desarrollo: Después de mezclar el medio de cultivo depositado en el matraz con agua destilada dejamos reposar un rato mientras la auto clave era encendida y se esperaba para que tuviera el calor suficiente.
Luego depositamos los medios de cultivo en la auto clave con el nombre del medio de cultivo, fecha, hora y numero de la mesa.
Después de sacar los medios de cultivo fueron vaciados en las cajas petri y se etiquetaron para después ponerlas en refrigeración.
Bitácora:
• Auto clave.
• Medios de cultivo.
• Matraz elen meyer.
• Torundas de algodón.
• Masking tape.
• Agua destilada.
• Vaso de precipitado.
• Cajas petri 7.
• Papel secante.
• Papel para vestir mesa.
Conclusión: Esta práctica no la pudo realizar el equipo completo debido al problema de tiempo que tuvimos en la práctica y solo se pudieron quedar dos de los integrantes de cada mesa.
Ellos realizaron los pasos de vaciado en las cajas petri.
industrial y de servicios no.155”
Hidalgo Reyes Yahaira Anette.
2LM
Med. Víctor Manuel Alfaro López.
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 2
“Técnica de esterilización.”
Operar Equipos de laboratorio (reactivos).
Objetivo: El alumno técnico en laboratorio clínico deberá aprender a realizar perfectamente y sin errores la técnica de esterilización para esterilizar algunas sustancias y los materiales que se usaran para las siguientes practicas. Teniendo como finalidad evitar que se infecten las cosas que maneja.
Introducción: Los alumnos de laboratorio clínico, deben saber la técnica de esterilización para utilizarla en cada práctica utilizando los conocimientos anteriormente conocidos para que no ocurra ningún accidente.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Nuestro desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo:
Técnica de esterilización
“Auto clave sistema de esterilización”
El auto clave es un herramienta que se ocupa para esterilizar materiales de laboratorio reactivos como medio de cultivo y algunos otros elementos que requiera esterilización.
La estructura de la auto clave es a base de material acerado e inoxidable y consta de los sig. elementos.
Tapa de acero inoxidable con válvula de escape, un manómetro con forma de reloj, de un registro de libras y grados centígrados.
Interna y externamente prende una manguera corrugada que nos de la facilidad de poder dejar salir el vapor.
En su interior contiene un contenedor de aluminio con dos asas; una pequeña parrilla donde se depositan los productos que se van a esterilizar, tiene como sostén una parrilla de alambre en el fondo se encuentra una resistencia que opera por medio de corriente alterna por amperes en la parte exterior se encuentra un dispositivo de encendido una parrilla de baja y alta temperatura y un foco luminoso color rojo.
En la parte superior se encuentran unos grilletes a base de rosca y que son medida de seguridad al cerrar se deben de manejar en forma de cruz.
Se debe manejar en su interior con agua destilada.
Nuestro desarrollo: Después de mezclar el medio de cultivo depositado en el matraz con agua destilada dejamos reposar un rato mientras la auto clave era encendida y se esperaba para que tuviera el calor suficiente.
Luego depositamos los medios de cultivo en la auto clave con el nombre del medio de cultivo, fecha, hora y numero de la mesa.
Después de sacar los medios de cultivo fueron vaciados en las cajas petri y se etiquetaron para después ponerlas en refrigeración.
Bitácora:
• Auto clave.
• Medios de cultivo.
• Matraz elen meyer.
• Torundas de algodón.
• Masking tape.
• Agua destilada.
• Vaso de precipitado.
• Cajas petri 7.
• Papel secante.
• Papel para vestir mesa.
Conclusión: Esta práctica no la pudo realizar el equipo completo debido al problema de tiempo que tuvimos en la práctica y solo se pudieron quedar dos de los integrantes de cada mesa.
Ellos realizaron los pasos de vaciado en las cajas petri.
practica 1
“Centro de Bachillerato Tecnológico
industrial y de servicios no.155”
Hidalgo Reyes Yahaira Anette.
2LM
Med. Víctor Manuel Alfaro López.
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 1
“Medios de Cultivo”
Operar Equipos de laboratorio (reactivos).
Objetivo: El alumno técnico en laboratorio clínico deberá aprender a realizar los medios de cultivo para poder hacer siembras. Teniendo como finalidad capacitarlos en lo básico ya que esto es esencial para las muestras que utilizaremos.
Introducción: Los alumnos de laboratorio clínico deben utilizar los medios de cultivo de forma adecuada utilizando los conocimientos anteriormente captados para poder analizarlos mejor y tener resultados exactos.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Nuestro desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo: En esta práctica que se va a realizar se toma en cuenta las 3 etapas que se refieren a: preanalitica, analítica y postanalitica las cuales se deben de compaginar con la práctica secuencial.
Instrucciones:
1. El alumno de laboratorio de análisis clínicos debe de estar puntual con su equipo de bioseguridad en el laboratorio.
2. Solicitar vele de material para que se habiliten todos los materiales a utilizar en su práctica de medios de cultivo.
3. Una vez estando dentro del laboratorio de forma muy primordial los integrantes deberán habilitar el equipo de esterilización (auto clave con agua destilada), estudiar técnicas de esterilización.
4. Vestido de la mesa de laboratorio con papel blanco.
5. Habilitar línea de gas LP cualquiera de los integrantes debe abrir la llave de gas, verificando que las válvulas principales de la mesa estén abiertas las cuales se encuentran debajo de la misma.
Desarrollo de la práctica: Para organizar un medio de cultivo requerimos de los siguientes materiales de cristalería científico de apoyo autoclave.
Cristalería:
• Matraz elen meyer 250ml.
• Vaso de precipitado 50ml.
• Varilla de cristal como agitador.
• Vidrio de reloj.
• Cajas petri 5-7.
• Espátula.
• Balanza granataria.
• Cinta masking tape.
• Cono (embudo de cristal) elen meyer.
• Torundas de algodón.
• Papel secante.
“Medio de cultivo en polvo 450gr.”
• Operaciones.
• Regla de tres. Agua destilada?
• Lápiz.
• Mente.
Rehidratamos deacuerdo a las indicaciones que están presentes en la etiqueta de medios de cultivo la cantidad necesaria de polvo reactivo para la elaboración de 5-7 cajas petri, en la que debe de utilizar también agua destilada en volumen.
Para poder rehidratar el polvo de medio de cultivo necesitamos manejar una regla de tres lo cual nos dará un porcentaje.
Pasamos el medio de cultivo que en polvo ocuparemos utilizando el vidrio de reloj.
Una vez pesado el polvo se mezclara con el agua solicitada para 5-7 cajas petri.
Para poder mezclar adecuadamente utilizaremos el matraz elen meyer para la mezcla en su caso dado el vaso de precipitado, agitando con la varilla de cristal para que no queden grumos. Una vez terminado este proceso de agitación y mezcla dejamos reposar el tiempo que nos marque la etiqueta de medios de cultivo.
En este espacio de tiempo todo el equipo consensa su nota de desarrollo la cual lleva gráficos, dibujos, fotos, pequeños videos y así le damos tiempo al proceso de elaboración.
Una vez reposado el producto se tienen ya listos los mecheros de bunzen para poder realizar el proceso de ebullición del cual se le dará un minuto de tiempo desde que este empieza, se realiza un pequeño giro de muñequeo por encima de la flama azul al mechero, siendo muy cuidadoso de que el producto no se derrame el equipo donde se contiene ya que puede ocasionar quemaduras hasta de segundo grado.
Se muñequea, se observa el hervor, se retira cuidadosamente una y otra vez tomando el tiempo hasta que se cumpla el minuto una vez terminada esta acción se observa, se registra se deposita en la mesa y se deja enfriar.
Nuestro desarrollo: Entramos al laboratorio con nuestro equipo de bioseguridad para realizar la práctica de medios de cultivo. Pedimos el material y lo apuntamos en el vale de material. Pusimos la autoclave a calentar, vestimos la mesa con papel blanco y tape conectamos los dos mecheros y los prendimos, vaciamos el polvo del medio de cultivo a un vaso de precipitado con agua destilada y movimos con el agitador para que no se hicieran grumos.
Pasamos el medio entre los dos macheros hasta que hirviera lo dejamos reposar y tapamos con una torunda de algodón envuelta en tape para evitar que se contamine. Después vaciamos en una caja petri y etiquetamos el medio de cultivo con tape y pusimos nombre del medio de cultivo, mesa, hora y fecha. Después lo pusimos en refrigeración.
Ya estando frió el medio de cultivo liquido tamponeamos con algodón, cellado con cinta masking tape asegurando bien la boquilla del matraz, etiquetamos con el numero de meas, el nombre del medio de cultivo, hora y fecha.
Los encargados del proceso de esterilización solidificaron a las mesas los medios de cultivo para ingresarlos a la autoclave.
Donde los encargados cerraran el equipo verificando que no exista riesgo deben de utilizar guantes de tela (no de látex).
Una vez terminado el proceso de esterilización, se retira el medio de cultivo del auto clave se deposita en medio de los dos mecheros formando un campo de esterilización por radiación.
“llenado de cajas petri”
Llenado de las cajas petri deben estar en el campo de esterilización en la mesa, no fuera de el para realizar el llenado de medio de cultivo y este no se contamine.
1. Con el vaso de precipitado de 50 ml. realizaremos la actividad de vaciado pero antes esterilizar la boquilla del vasito pasando una y otra vez que se realice esta acción vaciaremos la cantidad necesaria para el llenado de la caja.
2. Ya vaciado el material en la caja petri esta se deja semitapada no en su totalidad para que no exista vapor de agua.
3. Ya estando solidificado el medio de cultivo se tapa, se estiva y se asegura con tape para etiquetar con los sig. Datos: nombre del medio de cultivo, facha, masa y hora.
Si el medio de cultivo se contamina en 24, 48, 72 hrs. Se tendrá que volver a realizar la practica pero sancionados.
Bitácora:
• Auto clave.
• Matraz elen meyer 250 ml.
• Vidrio de reloj.
• Medio de cultivo 4502 gr.
• Torundas de algodón.
• Tape.
• Cristalizador.
• Vaso de precipitado 50 ml.
• Varilla de cristal (agitador).
• Papel secante.
• Papel para vestir mesa.
• Espátula.
• Cajas petri 7.
• Agua destilada 25 ml.
• 2 mecheros de bunzen.
Conclusión: En esta nos fue muy mal debido a que ningún integrante del equipo y del salón, bueno casi nadie estudio la practica y nadie sabia que hacer fue un gran desastre pero realizamos el medio de cultivo.
industrial y de servicios no.155”
Hidalgo Reyes Yahaira Anette.
2LM
Med. Víctor Manuel Alfaro López.
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 1
“Medios de Cultivo”
Operar Equipos de laboratorio (reactivos).
Objetivo: El alumno técnico en laboratorio clínico deberá aprender a realizar los medios de cultivo para poder hacer siembras. Teniendo como finalidad capacitarlos en lo básico ya que esto es esencial para las muestras que utilizaremos.
Introducción: Los alumnos de laboratorio clínico deben utilizar los medios de cultivo de forma adecuada utilizando los conocimientos anteriormente captados para poder analizarlos mejor y tener resultados exactos.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Nuestro desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo: En esta práctica que se va a realizar se toma en cuenta las 3 etapas que se refieren a: preanalitica, analítica y postanalitica las cuales se deben de compaginar con la práctica secuencial.
Instrucciones:
1. El alumno de laboratorio de análisis clínicos debe de estar puntual con su equipo de bioseguridad en el laboratorio.
2. Solicitar vele de material para que se habiliten todos los materiales a utilizar en su práctica de medios de cultivo.
3. Una vez estando dentro del laboratorio de forma muy primordial los integrantes deberán habilitar el equipo de esterilización (auto clave con agua destilada), estudiar técnicas de esterilización.
4. Vestido de la mesa de laboratorio con papel blanco.
5. Habilitar línea de gas LP cualquiera de los integrantes debe abrir la llave de gas, verificando que las válvulas principales de la mesa estén abiertas las cuales se encuentran debajo de la misma.
Desarrollo de la práctica: Para organizar un medio de cultivo requerimos de los siguientes materiales de cristalería científico de apoyo autoclave.
Cristalería:
• Matraz elen meyer 250ml.
• Vaso de precipitado 50ml.
• Varilla de cristal como agitador.
• Vidrio de reloj.
• Cajas petri 5-7.
• Espátula.
• Balanza granataria.
• Cinta masking tape.
• Cono (embudo de cristal) elen meyer.
• Torundas de algodón.
• Papel secante.
“Medio de cultivo en polvo 450gr.”
• Operaciones.
• Regla de tres. Agua destilada?
• Lápiz.
• Mente.
Rehidratamos deacuerdo a las indicaciones que están presentes en la etiqueta de medios de cultivo la cantidad necesaria de polvo reactivo para la elaboración de 5-7 cajas petri, en la que debe de utilizar también agua destilada en volumen.
Para poder rehidratar el polvo de medio de cultivo necesitamos manejar una regla de tres lo cual nos dará un porcentaje.
Pasamos el medio de cultivo que en polvo ocuparemos utilizando el vidrio de reloj.
Una vez pesado el polvo se mezclara con el agua solicitada para 5-7 cajas petri.
Para poder mezclar adecuadamente utilizaremos el matraz elen meyer para la mezcla en su caso dado el vaso de precipitado, agitando con la varilla de cristal para que no queden grumos. Una vez terminado este proceso de agitación y mezcla dejamos reposar el tiempo que nos marque la etiqueta de medios de cultivo.
En este espacio de tiempo todo el equipo consensa su nota de desarrollo la cual lleva gráficos, dibujos, fotos, pequeños videos y así le damos tiempo al proceso de elaboración.
Una vez reposado el producto se tienen ya listos los mecheros de bunzen para poder realizar el proceso de ebullición del cual se le dará un minuto de tiempo desde que este empieza, se realiza un pequeño giro de muñequeo por encima de la flama azul al mechero, siendo muy cuidadoso de que el producto no se derrame el equipo donde se contiene ya que puede ocasionar quemaduras hasta de segundo grado.
Se muñequea, se observa el hervor, se retira cuidadosamente una y otra vez tomando el tiempo hasta que se cumpla el minuto una vez terminada esta acción se observa, se registra se deposita en la mesa y se deja enfriar.
Nuestro desarrollo: Entramos al laboratorio con nuestro equipo de bioseguridad para realizar la práctica de medios de cultivo. Pedimos el material y lo apuntamos en el vale de material. Pusimos la autoclave a calentar, vestimos la mesa con papel blanco y tape conectamos los dos mecheros y los prendimos, vaciamos el polvo del medio de cultivo a un vaso de precipitado con agua destilada y movimos con el agitador para que no se hicieran grumos.
Pasamos el medio entre los dos macheros hasta que hirviera lo dejamos reposar y tapamos con una torunda de algodón envuelta en tape para evitar que se contamine. Después vaciamos en una caja petri y etiquetamos el medio de cultivo con tape y pusimos nombre del medio de cultivo, mesa, hora y fecha. Después lo pusimos en refrigeración.
Ya estando frió el medio de cultivo liquido tamponeamos con algodón, cellado con cinta masking tape asegurando bien la boquilla del matraz, etiquetamos con el numero de meas, el nombre del medio de cultivo, hora y fecha.
Los encargados del proceso de esterilización solidificaron a las mesas los medios de cultivo para ingresarlos a la autoclave.
Donde los encargados cerraran el equipo verificando que no exista riesgo deben de utilizar guantes de tela (no de látex).
Una vez terminado el proceso de esterilización, se retira el medio de cultivo del auto clave se deposita en medio de los dos mecheros formando un campo de esterilización por radiación.
“llenado de cajas petri”
Llenado de las cajas petri deben estar en el campo de esterilización en la mesa, no fuera de el para realizar el llenado de medio de cultivo y este no se contamine.
1. Con el vaso de precipitado de 50 ml. realizaremos la actividad de vaciado pero antes esterilizar la boquilla del vasito pasando una y otra vez que se realice esta acción vaciaremos la cantidad necesaria para el llenado de la caja.
2. Ya vaciado el material en la caja petri esta se deja semitapada no en su totalidad para que no exista vapor de agua.
3. Ya estando solidificado el medio de cultivo se tapa, se estiva y se asegura con tape para etiquetar con los sig. Datos: nombre del medio de cultivo, facha, masa y hora.
Si el medio de cultivo se contamina en 24, 48, 72 hrs. Se tendrá que volver a realizar la practica pero sancionados.
Bitácora:
• Auto clave.
• Matraz elen meyer 250 ml.
• Vidrio de reloj.
• Medio de cultivo 4502 gr.
• Torundas de algodón.
• Tape.
• Cristalizador.
• Vaso de precipitado 50 ml.
• Varilla de cristal (agitador).
• Papel secante.
• Papel para vestir mesa.
• Espátula.
• Cajas petri 7.
• Agua destilada 25 ml.
• 2 mecheros de bunzen.
Conclusión: En esta nos fue muy mal debido a que ningún integrante del equipo y del salón, bueno casi nadie estudio la practica y nadie sabia que hacer fue un gran desastre pero realizamos el medio de cultivo.
miércoles, 3 de junio de 2009
frotis
Preparación de un frotis bacteriano
________________________________________
Se denomina frotis a la extensión que se realiza sobre un portaobjetos de una muestra o cultivo con objeto de separar lo más posible los microorganismos, ya que si aparecen agrupados en la preparación es muy difícil obtener una imagen clara y nítida. Este frotis debe ser posteriormente fijado al vidrio del portaobjetos para poder aplicar los métodos habituales de tinción que permiten la observación al microscopio de las bacterias sin que la muestra sea arrastrada en los sucesivos lavados. La fijación de una extensión bacteriana hace que las bacterias queden inactivadas y adheridas al vidrio alterando lo menos posible la morfología y bacteriana y las posibles agrupaciones de células que pudiera haber.
________________________________________
Se denomina frotis a la extensión que se realiza sobre un portaobjetos de una muestra o cultivo con objeto de separar lo más posible los microorganismos, ya que si aparecen agrupados en la preparación es muy difícil obtener una imagen clara y nítida. Este frotis debe ser posteriormente fijado al vidrio del portaobjetos para poder aplicar los métodos habituales de tinción que permiten la observación al microscopio de las bacterias sin que la muestra sea arrastrada en los sucesivos lavados. La fijación de una extensión bacteriana hace que las bacterias queden inactivadas y adheridas al vidrio alterando lo menos posible la morfología y bacteriana y las posibles agrupaciones de células que pudiera haber.
enfermedades salmonella, brusella proteus.
“Enfermedades”
Spt Salmonella: S. typhi, afecta a los seres humanos y produce la fiebre tifoidea, la mayoría son patógenos tanto para el hombre como para los animales.
Spt Salmonella: En los seres humanos las salmonellas son responsables de diferentes cuadros clínicos como la fiebre tifoidea y paratifoidea, la gastroenteritis por salmonella e infecciones localizadas.
T Tifoidea: Enfermedad infecciosa aguda producida por el bacilo salmonella typhi. Se contagia por la leche, el agua o los alimentos contaminados por heces de enfermos o portadores.
B Brucelosis: También denominada fiebre ondulante, es por enfermedad infecciosa causada por varias especies de bacterias del género brucilla, transmitida a los seres humanos por animales como las vacas, cerdos y cebras.
Esta afección se ha conocido con el nombre de fiebre de malta, enfermedad de bang, fiebre mediterránea y fiebre de las cabras.
Proteus como enfermedad: Escherichia colli y proteus vulgaris juntas en circunstancias normales estas bacterias son infencivas, si bien pueden convertirse en patógenos y producir infecciones del tracto urinario como: litiasis y cistitis.
Spt Salmonella: S. typhi, afecta a los seres humanos y produce la fiebre tifoidea, la mayoría son patógenos tanto para el hombre como para los animales.
Spt Salmonella: En los seres humanos las salmonellas son responsables de diferentes cuadros clínicos como la fiebre tifoidea y paratifoidea, la gastroenteritis por salmonella e infecciones localizadas.
T Tifoidea: Enfermedad infecciosa aguda producida por el bacilo salmonella typhi. Se contagia por la leche, el agua o los alimentos contaminados por heces de enfermos o portadores.
B Brucelosis: También denominada fiebre ondulante, es por enfermedad infecciosa causada por varias especies de bacterias del género brucilla, transmitida a los seres humanos por animales como las vacas, cerdos y cebras.
Esta afección se ha conocido con el nombre de fiebre de malta, enfermedad de bang, fiebre mediterránea y fiebre de las cabras.
Proteus como enfermedad: Escherichia colli y proteus vulgaris juntas en circunstancias normales estas bacterias son infencivas, si bien pueden convertirse en patógenos y producir infecciones del tracto urinario como: litiasis y cistitis.
tarea 5
Tarea 5
Coco y bacilos
Coco, tipo morfológico de bacteria. Tiene forma más o menos esférica (ninguna de sus dimensiones predomina claramente sobre las otras).
• Diplococo: estos cocos se dividen en un sólo plano formando parejas, y dan la impresión de un grano de café, entre éstos podemos citar a los meningococos y gonococos.
Algunos ocasionan enfermedades a los humanos (Ej. neumococo y estafilococo) también es causante de enfermedades como el de la meningitis, otros resultan inocuos o incluso beneficiosos.
Los cocos se dividen en:
• Diplococos: Son pares.
• Estreptococos: En cadena.
• Estafilococos: En racimo.
• Tétradas: En número de 4.
• Sarcinas: En paquetes.
Bacilo
Los bacilos son bacterias que tienen forma de bastón, cuando se observan al microscopio.
Los bacilos se suelen dividir en:
• Bacilos Gram positivos: fijan el violeta de genciana (tinción de Gram) en la pared celular porque carecen de capa de lipopolisacárido.
• Bacilos Gram negativos: no fijan el violeta de genciana porque poseen la capa de lipopolisacárido (peptidoglicano).
Aunque muchos bacilos son patógenos para el ser humano, algunos no hacen daño, pues son los encargados de producir algunos productos lácteos como el yogurt (lactobacilos).
Coco y bacilos
Coco, tipo morfológico de bacteria. Tiene forma más o menos esférica (ninguna de sus dimensiones predomina claramente sobre las otras).
• Diplococo: estos cocos se dividen en un sólo plano formando parejas, y dan la impresión de un grano de café, entre éstos podemos citar a los meningococos y gonococos.
Algunos ocasionan enfermedades a los humanos (Ej. neumococo y estafilococo) también es causante de enfermedades como el de la meningitis, otros resultan inocuos o incluso beneficiosos.
Los cocos se dividen en:
• Diplococos: Son pares.
• Estreptococos: En cadena.
• Estafilococos: En racimo.
• Tétradas: En número de 4.
• Sarcinas: En paquetes.
Bacilo
Los bacilos son bacterias que tienen forma de bastón, cuando se observan al microscopio.
Los bacilos se suelen dividir en:
• Bacilos Gram positivos: fijan el violeta de genciana (tinción de Gram) en la pared celular porque carecen de capa de lipopolisacárido.
• Bacilos Gram negativos: no fijan el violeta de genciana porque poseen la capa de lipopolisacárido (peptidoglicano).
Aunque muchos bacilos son patógenos para el ser humano, algunos no hacen daño, pues son los encargados de producir algunos productos lácteos como el yogurt (lactobacilos).
sábado, 16 de mayo de 2009
material para elaborar medio de cultivo
Material 13-mayo-2009
1. Lamina de cristal para reacciones febriles.
2. Tubo de ensaye con tapón rojo estéril.
3. Palillos de madera.
4. Torundas de algodón alcoholizadas.
5. Centrífuga.
6. Microscopio.
7. Pipeta pasteur con lóbulo.
8. Papel secante.
9. Papel para mesa de laboratorio.
10. Torniquete.
Reactivo
1. Febrilin
“paciente”
Sangre
Hoja de solicitud de examen:
Solicitud para examen de laboratorio.
Indicaciones:
Folio de registro.
Libro.
Inmunologia.
Salmonella.
Brusella.
Proteus.
Análisis
-técnica de extracción de sangre (veno punción).
-separación del paquete sanguíneo y plasma (centrifuga).
-punteo de plasma en placa de cristal.
-mezclar plasma con reactivo de febriclin para observar la reacción de aglutinación.
-observar microscópicamente la laminilla a tras luz.
-observar microscópicamente el proceso de aglutinación en objetivo 10 x 40 x.
-reportar en hoja de laboratorio.
Datos del paciente.
Tifico H: + -
Tifico O:+ -
Paratífico A: + - positivo +
Paratífico B: + - negativo -
Brusella abortus: + -
Proteus 0x19: + -
Signos y síntomas de la tifoidea.
Salmonelosis “serotipos” enfermedades tifoidea y paratifoidea.
Brusella abortus signos y síntomas (órgano al que ataca).
Proteus.
Aglutinación en sangre:
Palillos de madera.
Vasal.
Nintrube.
Frasco con tapón morado.
Centrifuga.
Micro centrifuga.
Papel secante.
Gradilla.
Torundas de algodón con alcohol.
Placa de porcelana escavada.
Pipeta pasteur.
Papel para mesa.
Reactivos:
Reactivos tificadores A B D
Tipo sanguíneo.
Gradilla.
Pipeta.
Barrido write.
1. Lamina de cristal para reacciones febriles.
2. Tubo de ensaye con tapón rojo estéril.
3. Palillos de madera.
4. Torundas de algodón alcoholizadas.
5. Centrífuga.
6. Microscopio.
7. Pipeta pasteur con lóbulo.
8. Papel secante.
9. Papel para mesa de laboratorio.
10. Torniquete.
Reactivo
1. Febrilin
“paciente”
Sangre
Hoja de solicitud de examen:
Solicitud para examen de laboratorio.
Indicaciones:
Folio de registro.
Libro.
Inmunologia.
Salmonella.
Brusella.
Proteus.
Análisis
-técnica de extracción de sangre (veno punción).
-separación del paquete sanguíneo y plasma (centrifuga).
-punteo de plasma en placa de cristal.
-mezclar plasma con reactivo de febriclin para observar la reacción de aglutinación.
-observar microscópicamente la laminilla a tras luz.
-observar microscópicamente el proceso de aglutinación en objetivo 10 x 40 x.
-reportar en hoja de laboratorio.
Datos del paciente.
Tifico H: + -
Tifico O:+ -
Paratífico A: + - positivo +
Paratífico B: + - negativo -
Brusella abortus: + -
Proteus 0x19: + -
Signos y síntomas de la tifoidea.
Salmonelosis “serotipos” enfermedades tifoidea y paratifoidea.
Brusella abortus signos y síntomas (órgano al que ataca).
Proteus.
Aglutinación en sangre:
Palillos de madera.
Vasal.
Nintrube.
Frasco con tapón morado.
Centrifuga.
Micro centrifuga.
Papel secante.
Gradilla.
Torundas de algodón con alcohol.
Placa de porcelana escavada.
Pipeta pasteur.
Papel para mesa.
Reactivos:
Reactivos tificadores A B D
Tipo sanguíneo.
Gradilla.
Pipeta.
Barrido write.
elaborar medio de cultivo
Preanalitica-analítica 12-mayo-2009
Elaborar medio de cultivo
Técnica autoclave
-agar ss.
-lía.
-mio.
-of.
-mac conkay.
-agar chocolate.
-d. saborau.
-frotis tinturas.
Pie de rey de microogGA
Observación microscópica
Tinción de Gram: alcohol, cetona, cristal, yodo lugol.
Enfoque 100x
Enterobacterias
• Paramecium.
• Escherichia coli.
• Salmonella.
• Proteus.
• Brusella abortus.
Prueba de aglutinamiento
Pos-analítica
H O A B brusella abortus
Proteus 0x19
10 – 40x
Practica 1
Operar Equipo de Laboratorio así como Elaborar Medios de Cultivo.
Etapa preanalitica:
Practica 1: Elaborar medio de cultivo.
Practica 2: Esterilización de medios de cultivo.
Practica 3: Siembras en estría de medios de cultivo.
Practica 4: Observación del desarrollo de microorganismos en medios de cultivo, lectura de colonias.
Practica 5: Elaborar frotis para tinción.
Practica 6: Tinción de Gram.
Practica 7: Observación microscópica en objetivo 100x con aceite de inmersión.
Practica 8: Practica prueba de reacciones febriles para prueba de aglutinación en serologia. (Tubo sin anticoagulante tapón rojo).
Practica 9: Prueba de aglutinación en sangre fresca utilizando tubo con anticoagulante. (Tubo con tapón morado).
Elaborar medio de cultivo
Técnica autoclave
-agar ss.
-lía.
-mio.
-of.
-mac conkay.
-agar chocolate.
-d. saborau.
-frotis tinturas.
Pie de rey de microogGA
Observación microscópica
Tinción de Gram: alcohol, cetona, cristal, yodo lugol.
Enfoque 100x
Enterobacterias
• Paramecium.
• Escherichia coli.
• Salmonella.
• Proteus.
• Brusella abortus.
Prueba de aglutinamiento
Pos-analítica
H O A B brusella abortus
Proteus 0x19
10 – 40x
Practica 1
Operar Equipo de Laboratorio así como Elaborar Medios de Cultivo.
Etapa preanalitica:
Practica 1: Elaborar medio de cultivo.
Practica 2: Esterilización de medios de cultivo.
Practica 3: Siembras en estría de medios de cultivo.
Practica 4: Observación del desarrollo de microorganismos en medios de cultivo, lectura de colonias.
Practica 5: Elaborar frotis para tinción.
Practica 6: Tinción de Gram.
Practica 7: Observación microscópica en objetivo 100x con aceite de inmersión.
Practica 8: Practica prueba de reacciones febriles para prueba de aglutinación en serologia. (Tubo sin anticoagulante tapón rojo).
Practica 9: Prueba de aglutinación en sangre fresca utilizando tubo con anticoagulante. (Tubo con tapón morado).
tarea 3
Tinción
Tinción: El microscopio de campo claro es mas útil para la observación de especimenes teñidos.
Los colorantes son compuestos químicos utilizados para aumentar el contraste existen algunos, llamados colorantes vitales que pueden añadirse directamente a una preparación en frasco; por tanto, colorean células vivas.
Tinción directa
Tinción indirecta: Este método la presencia de un anticuerpo no fluorescente sobre la superficie de la célula se detecta mediante un anticuerpo fluorescente dirigido contra el anticuerpo no fluorescente.
Esto se consigue inmunizando un conejo con bacterias, el que producirá globulinas específicas. Luego se utilizan Igloo anti-conejo marcadas con un colorante fluorescente.
La ventaja de este método es que no se requiere un anticuerpo marcado para cada antigeno (bacteria) a determinar.
Tinción por azul de metileno o cristal violeta: Se denominan bacterias Gram positivas a aquellas que retienen la tinción azul y bacterias Gram negativas a las que quedan decoloradas. Algunas bacterias presentan capacidad variable de tinción de Gram y se llaman Gram variables. Bacterias Gram positivas típicas son los estafilococos que producen forúnculos; Gram negativas representativas son la Escherichia coli de la flora intestinal o los bacilos de la tos ferina; Gram variables son los bacilos de Koch de la tuberculosis.
Tinción de Gram: La tinción de Gram se utiliza para identificar bacterias tratándolas con un tinte azul y observando cómo responden a esta coloración. La forma en que se colorean los distintos tipos de células depende de las variaciones de estructura de la pared celular. Las bacterias Gram positivas, retienen el tinte y se colorean de azul. Es un procedimiento utilizado universalmente. En un primer momento las bacterias se tiñen con violeta de genciana y después se tratan con la solución de Gram; por último se lavan con alcohol etílico, y unas bacterias retienen el fuerte color azul de la violeta de genciana y otras se decoloran por completo. A veces se añade una contratinción con fucsina o eosina para teñir las bacterias decoloradas de color rojo y hacerlas más visibles.
Tinción Ziehl-Neelsen: Esta tinción sirve para teñir bacterias del genero mycobacterium, el resto de las bacterias se tiñen de azul por el colorante de contraste.
Bibliografía: Introducción a la microbiología.
-John L. Ingraham.
-Catherine A. Ingraham.
Págs. 55 y 57.
Tinción: El microscopio de campo claro es mas útil para la observación de especimenes teñidos.
Los colorantes son compuestos químicos utilizados para aumentar el contraste existen algunos, llamados colorantes vitales que pueden añadirse directamente a una preparación en frasco; por tanto, colorean células vivas.
Tinción directa
Tinción indirecta: Este método la presencia de un anticuerpo no fluorescente sobre la superficie de la célula se detecta mediante un anticuerpo fluorescente dirigido contra el anticuerpo no fluorescente.
Esto se consigue inmunizando un conejo con bacterias, el que producirá globulinas específicas. Luego se utilizan Igloo anti-conejo marcadas con un colorante fluorescente.
La ventaja de este método es que no se requiere un anticuerpo marcado para cada antigeno (bacteria) a determinar.
Tinción por azul de metileno o cristal violeta: Se denominan bacterias Gram positivas a aquellas que retienen la tinción azul y bacterias Gram negativas a las que quedan decoloradas. Algunas bacterias presentan capacidad variable de tinción de Gram y se llaman Gram variables. Bacterias Gram positivas típicas son los estafilococos que producen forúnculos; Gram negativas representativas son la Escherichia coli de la flora intestinal o los bacilos de la tos ferina; Gram variables son los bacilos de Koch de la tuberculosis.
Tinción de Gram: La tinción de Gram se utiliza para identificar bacterias tratándolas con un tinte azul y observando cómo responden a esta coloración. La forma en que se colorean los distintos tipos de células depende de las variaciones de estructura de la pared celular. Las bacterias Gram positivas, retienen el tinte y se colorean de azul. Es un procedimiento utilizado universalmente. En un primer momento las bacterias se tiñen con violeta de genciana y después se tratan con la solución de Gram; por último se lavan con alcohol etílico, y unas bacterias retienen el fuerte color azul de la violeta de genciana y otras se decoloran por completo. A veces se añade una contratinción con fucsina o eosina para teñir las bacterias decoloradas de color rojo y hacerlas más visibles.
Tinción Ziehl-Neelsen: Esta tinción sirve para teñir bacterias del genero mycobacterium, el resto de las bacterias se tiñen de azul por el colorante de contraste.
Bibliografía: Introducción a la microbiología.
-John L. Ingraham.
-Catherine A. Ingraham.
Págs. 55 y 57.
miércoles, 13 de mayo de 2009
tarea 2
Tarea 2
Medio de cultivo.
Un método fundamental para estudiar las bacterias es cultivarlas en un medio líquido o en la superficie de un medio sólido de agar. Los medios de cultivo contienen distintos nutrientes que van, desde azúcares simples hasta sustancias complejas como la sangre o el extracto de caldo de carne. Para aislar o purificar una especie bacteriana a partir de una muestra formada por muchos tipos de bacterias, se siembra en un medio de cultivo sólido donde las células que se multiplican no cambian de localización; tras muchos ciclos reproductivos, cada bacteria individual genera por escisión binaria una colonia macroscópica compuesta por decenas de millones de células similares a la original. Si esta colonia individual se siembra a su vez en un nuevo medio crecerá como cultivo puro de un solo tipo de bacteria.
Clasificación de medio de cultivo.
Según su aspecto físico:
• fosiferoliquidos
• Semi-sólidos
• Sólidos duros o muy duros
Según su uso:
• Selectivos
• Selectivos de enriquecimiento
• Diferenciales
• Para cultivar gérmenes anaerobios
• Para medir potencia de antibióticos
• De transporte en micro
• Para filtración a través de membrana
• Para cultivo de hongos y levaduras
• Para cultivo de protozoarios
Tipos de siembras en medios de cultivo.
El paso de una muestra microbiana a un medio de cultivo se denomina siembra o inoculación
El paso de una muestra de un medio a otro se denomina resiembra.
a) Siembra del inóculo en medio líquido:
O Con asa de siembra se adiciona al medio agitándola.
O Con pipeta se vierte agitándose hasta su homogeneización.
O Con hisopo o escobillón igual que con el asa de siembra.
b) Siembra de inóculo en medio sólido
a. Siembra de inóculo en placa
* Técnica de Barry: Para ello en el medio de cultiva previamente fundido en tubo se le añade el inóculo, se homogeiniza, se vierte en la placa Petri y se deja solidificar. Se utiliza para la determinación de CMI
* Siembra de muestra líquida en placa con asa de Digralsky: Consiste en distribuir la muestra de manera uniforme por la superficie del medio de cultivo contenido en la placa. Para ello adicionamos al medio sólido un inóculo líquido con la pipeta graduada, y posteriormente se extiende con el asa de Digralsky. Se utiliza para el recuento de viables y antibiogramas.
*Siembra por agotamiento o aislamiento en estría: Se tomará con el asa de siembra una cantidad adecuada depositando el inóculo en uno de los extremos superiores de la placa, se realizarán movimientos en zig-zag sin levantar el asa hasta concluir la siembra en toda la placa.
*Siembra por agotamiento: Aislamiento en estría múltiple. Se toma el inóculo y se deposita en el extremo superior, extendiéndose en la parte superior solamente. Flameamos y giramos ligeramente la placa continuando con el proceso anterior. Repetimos la operación 4 o 5 veces. El resultado son colonias cada vez más separadas como consecuencia de que cada vez se van arrastrando y separando más la muestra.
* Técnica de los cuatro cuadrantes: Con un rotulador dividimos la placa en 4 cuadrantes iguales. Con el asa extendemos por cada cuadrante el inóculo haciendo zig-zag sin flamear. Finalmente observaremos como en el último cuadrante las colonias se encuentran aisladas o separadas.
* Técnica de los 3 giros: Se rotula la placa de forma análoga con el asa de platino y se siembra por estría la mitad superior de la placa. Sin flamear giramos 90º y volvemos a sembrar (así hasta 3 veces). Esta técnica no es muy utilizada.
* Técnica de siembra por dilución: Se dispondrá de una batería de tubos y se adicionará una cantidad de muestra conocida en el primer tuvo, homogeneizamos diluimos en los siguientes tubos hasta obtener la dilución deseada. Una vez realizada la dilución (ej. 10-3 y 10-4) inoculamos en placas de cultivo y extendemos con el asa de Digralsky. Incubamos a la temperatura precisa durante 24 horas y recontamos.
b. Siembra del inóculo en tubo
* Siembra por estría en tubos con medio sólido inclinado: Con el asa de siembra se añade al tubo una cantidad de muestra realizando movimientos ascendentes en zig-zag. Este método es utilizado para conservar cepas durante largos periodos, así como para la realización de ciertas pruebas bioquímicas.
* Siembra por picadura: Con hilo de siembra introducir el asa en el medio de cultivo hasta el fondo en la zona central de este. Se utiliza en la siembra de cultivos semisólidos.
El paso de una muestra microbiana a un medio de cultivo se denomina siembra o inoculación
El paso de una muestra de un medio a otro se denomina resiembra.
a) Siembra del inóculo en medio líquido:
o Con asa de siembra se adiciona al medio agitándola.
o Con pipeta se vierte agitándose hasta su homogeneización.
o Con hisopo o escobillón igual que con el asa de siembra.
b) Siembra de inóculo en medio sólido
a. Siembra de inóculo
* Técnica de Barry: Para ello en el medio de cultiva previamente fundido en tubo se le añade el inóculo, se homogeiniza, se vierte en la placa Petri y se deja solidificar. Se utiliza para la determinación de CMI
* Siembra de muestra líquida en placa con asa de Digralsky: Consiste en distribuir la muestra de manera uniforme por la superficie del medio de cultivo contenido en la placa. Para ello adicionamos al medio sólido un inóculo líquido con la pipeta graduada, y posteriormente se extiende con el asa de Digralsky. Se utiliza para el recuento de viables y antibiogramas.
*Siembra por agotamiento o aislamiento en estría: Se tomará con el asa de siembra una cantidad adecuada depositando el inóculo en uno de los extremos superiores de la placa, se realizarán movimientos en zig-zag sin levantar el asa hasta concluir la siembra en toda la placa.
*Siembra por agotamiento: Aislamiento en estría múltiple. Se toma el inóculo y se deposita en el extremo superior, extendiéndose en la parte superior solamente. Flameamos y giramos ligeramente la placa continuando con el proceso anterior. Repetimos la operación 4 o 5 veces. El resultado son colonias cada vez más separadas como consecuencia de que cada vez se van arrastrando y separando más la muestra.
* Técnica de los cuatro cuadrantes: Con un rotulador dividimos la placa en 4 cuadrantes iguales. Con el asa extendemos por cada cuadrante el inóculo haciendo zig-zag sin flamear. Finalmente observaremos como en el último cuadrante las colonias se encuentran aisladas o separadas.
* Técnica de los 3 giros: Se rotula la placa de forma análoga con el asa de platino y se siembra por estría la mitad superior de la placa. Sin flamear giramos 90º y volvemos a sembrar (así hasta 3 veces). Esta técnica no es muy utilizada.
* Técnica de siembra por dilución: Se dispondrá de una batería de tubos y se adicionará una cantidad de muestra conocida en el primer tuvo, homogeneizamos diluimos en los siguientes tubos hasta obtener la dilución deseada. Una vez realizada la dilución (ej. 10-3 y 10-4) inoculamos en placas de cultivo y extendemos con el asa de Digralsky. Incubamos a la temperatura precisa durante 24 horas y recontamos.
b. Siembra del inóculo en tubo
* Siembra por estría en tubos con medio sólido inclinado: Con el asa de siembra se añade al tubo una cantidad de muestra realizando movimientos ascendentes en zig-zag. Este método es utilizado para conservar cepas durante largos periodos, así como para la realización de ciertas pruebas bioquímicas.
* Siembra por picadura: Con hilo de siembra introducir el asa en el medio de cultivo hasta el fondo en la zona central de este. Se utiliza en la siembra de cultivos semisólidos.
Medio de cultivo.
Un método fundamental para estudiar las bacterias es cultivarlas en un medio líquido o en la superficie de un medio sólido de agar. Los medios de cultivo contienen distintos nutrientes que van, desde azúcares simples hasta sustancias complejas como la sangre o el extracto de caldo de carne. Para aislar o purificar una especie bacteriana a partir de una muestra formada por muchos tipos de bacterias, se siembra en un medio de cultivo sólido donde las células que se multiplican no cambian de localización; tras muchos ciclos reproductivos, cada bacteria individual genera por escisión binaria una colonia macroscópica compuesta por decenas de millones de células similares a la original. Si esta colonia individual se siembra a su vez en un nuevo medio crecerá como cultivo puro de un solo tipo de bacteria.
Clasificación de medio de cultivo.
Según su aspecto físico:
• fosiferoliquidos
• Semi-sólidos
• Sólidos duros o muy duros
Según su uso:
• Selectivos
• Selectivos de enriquecimiento
• Diferenciales
• Para cultivar gérmenes anaerobios
• Para medir potencia de antibióticos
• De transporte en micro
• Para filtración a través de membrana
• Para cultivo de hongos y levaduras
• Para cultivo de protozoarios
Tipos de siembras en medios de cultivo.
El paso de una muestra microbiana a un medio de cultivo se denomina siembra o inoculación
El paso de una muestra de un medio a otro se denomina resiembra.
a) Siembra del inóculo en medio líquido:
O Con asa de siembra se adiciona al medio agitándola.
O Con pipeta se vierte agitándose hasta su homogeneización.
O Con hisopo o escobillón igual que con el asa de siembra.
b) Siembra de inóculo en medio sólido
a. Siembra de inóculo en placa
* Técnica de Barry: Para ello en el medio de cultiva previamente fundido en tubo se le añade el inóculo, se homogeiniza, se vierte en la placa Petri y se deja solidificar. Se utiliza para la determinación de CMI
* Siembra de muestra líquida en placa con asa de Digralsky: Consiste en distribuir la muestra de manera uniforme por la superficie del medio de cultivo contenido en la placa. Para ello adicionamos al medio sólido un inóculo líquido con la pipeta graduada, y posteriormente se extiende con el asa de Digralsky. Se utiliza para el recuento de viables y antibiogramas.
*Siembra por agotamiento o aislamiento en estría: Se tomará con el asa de siembra una cantidad adecuada depositando el inóculo en uno de los extremos superiores de la placa, se realizarán movimientos en zig-zag sin levantar el asa hasta concluir la siembra en toda la placa.
*Siembra por agotamiento: Aislamiento en estría múltiple. Se toma el inóculo y se deposita en el extremo superior, extendiéndose en la parte superior solamente. Flameamos y giramos ligeramente la placa continuando con el proceso anterior. Repetimos la operación 4 o 5 veces. El resultado son colonias cada vez más separadas como consecuencia de que cada vez se van arrastrando y separando más la muestra.
* Técnica de los cuatro cuadrantes: Con un rotulador dividimos la placa en 4 cuadrantes iguales. Con el asa extendemos por cada cuadrante el inóculo haciendo zig-zag sin flamear. Finalmente observaremos como en el último cuadrante las colonias se encuentran aisladas o separadas.
* Técnica de los 3 giros: Se rotula la placa de forma análoga con el asa de platino y se siembra por estría la mitad superior de la placa. Sin flamear giramos 90º y volvemos a sembrar (así hasta 3 veces). Esta técnica no es muy utilizada.
* Técnica de siembra por dilución: Se dispondrá de una batería de tubos y se adicionará una cantidad de muestra conocida en el primer tuvo, homogeneizamos diluimos en los siguientes tubos hasta obtener la dilución deseada. Una vez realizada la dilución (ej. 10-3 y 10-4) inoculamos en placas de cultivo y extendemos con el asa de Digralsky. Incubamos a la temperatura precisa durante 24 horas y recontamos.
b. Siembra del inóculo en tubo
* Siembra por estría en tubos con medio sólido inclinado: Con el asa de siembra se añade al tubo una cantidad de muestra realizando movimientos ascendentes en zig-zag. Este método es utilizado para conservar cepas durante largos periodos, así como para la realización de ciertas pruebas bioquímicas.
* Siembra por picadura: Con hilo de siembra introducir el asa en el medio de cultivo hasta el fondo en la zona central de este. Se utiliza en la siembra de cultivos semisólidos.
El paso de una muestra microbiana a un medio de cultivo se denomina siembra o inoculación
El paso de una muestra de un medio a otro se denomina resiembra.
a) Siembra del inóculo en medio líquido:
o Con asa de siembra se adiciona al medio agitándola.
o Con pipeta se vierte agitándose hasta su homogeneización.
o Con hisopo o escobillón igual que con el asa de siembra.
b) Siembra de inóculo en medio sólido
a. Siembra de inóculo
* Técnica de Barry: Para ello en el medio de cultiva previamente fundido en tubo se le añade el inóculo, se homogeiniza, se vierte en la placa Petri y se deja solidificar. Se utiliza para la determinación de CMI
* Siembra de muestra líquida en placa con asa de Digralsky: Consiste en distribuir la muestra de manera uniforme por la superficie del medio de cultivo contenido en la placa. Para ello adicionamos al medio sólido un inóculo líquido con la pipeta graduada, y posteriormente se extiende con el asa de Digralsky. Se utiliza para el recuento de viables y antibiogramas.
*Siembra por agotamiento o aislamiento en estría: Se tomará con el asa de siembra una cantidad adecuada depositando el inóculo en uno de los extremos superiores de la placa, se realizarán movimientos en zig-zag sin levantar el asa hasta concluir la siembra en toda la placa.
*Siembra por agotamiento: Aislamiento en estría múltiple. Se toma el inóculo y se deposita en el extremo superior, extendiéndose en la parte superior solamente. Flameamos y giramos ligeramente la placa continuando con el proceso anterior. Repetimos la operación 4 o 5 veces. El resultado son colonias cada vez más separadas como consecuencia de que cada vez se van arrastrando y separando más la muestra.
* Técnica de los cuatro cuadrantes: Con un rotulador dividimos la placa en 4 cuadrantes iguales. Con el asa extendemos por cada cuadrante el inóculo haciendo zig-zag sin flamear. Finalmente observaremos como en el último cuadrante las colonias se encuentran aisladas o separadas.
* Técnica de los 3 giros: Se rotula la placa de forma análoga con el asa de platino y se siembra por estría la mitad superior de la placa. Sin flamear giramos 90º y volvemos a sembrar (así hasta 3 veces). Esta técnica no es muy utilizada.
* Técnica de siembra por dilución: Se dispondrá de una batería de tubos y se adicionará una cantidad de muestra conocida en el primer tuvo, homogeneizamos diluimos en los siguientes tubos hasta obtener la dilución deseada. Una vez realizada la dilución (ej. 10-3 y 10-4) inoculamos en placas de cultivo y extendemos con el asa de Digralsky. Incubamos a la temperatura precisa durante 24 horas y recontamos.
b. Siembra del inóculo en tubo
* Siembra por estría en tubos con medio sólido inclinado: Con el asa de siembra se añade al tubo una cantidad de muestra realizando movimientos ascendentes en zig-zag. Este método es utilizado para conservar cepas durante largos periodos, así como para la realización de ciertas pruebas bioquímicas.
* Siembra por picadura: Con hilo de siembra introducir el asa en el medio de cultivo hasta el fondo en la zona central de este. Se utiliza en la siembra de cultivos semisólidos.
3er parcial
Tarea 1 Las características del microorganismo determinado paramecio que pertenece al grupo de los protosarios.
Son organismos unicelulares que se mueven gracias a unos pequeños pelos llamados cilios. Los cilios también sirven para crear corrientes en el agua que ayudan a arrastrar pequeñas partículas de alimento. El paramecio es un protozoo que tiene forma de zapatilla. Abunda en las charcas de agua dulce de todo el mundo. Está cubierto de cilios que le sirven para moverse y para producir corrientes de agua, que utiliza para alimentarse y respirar. Se mueven en el agua formando una espiral y a la vez dan vueltas sobre sí mismos. El paramecio tiene dos núcleos. Uno grande, sin el cual no puede vivir, y uno o dos pequeños, sin los cuales no puede reproducirse. Por lo general, se reproduce dividiéndose en dos. Investigar las características de los siguientes microorganismos pertenecientes al grupo de las enterobacterias.
Escherichia coli: Bacteria con forma de bastón (bacilo), que pertenece a la familia de las Enterobacteriáceas; está considerada como el material biológico más utilizado en experimentación. Esta bacteria se encuentra en el tracto intestinal de los mamíferos. Las especies de Escherichia coli oportunistas producen infecciones sólo si abandonan el colon. La Escherichia coli es un organismo adecuado para la investigación por su crecimiento rápido y porque su cultivo es sencillo. Ha facilitado descubrimientos muy importantes sobre metabolismo, reproducción celular e ingeniería genética.
Salmonella typhi: Las salmonelas son bacterias Gram negativas, no esporuladas y móviles, que pertenecen a la familia Enterobacteriáceas. S. typhi, afecta a los seres humanos y produce la fiebre tifoidea, la mayoría son patógenas tanto para el hombre como para los animales. En los seres humanos las salmonelas son responsables de diferentes cuadros clínicos como la fiebre tifoidea y paratifoidea, la gastroenteritis por Salmonella (salmonelosis), y las bacteriemias e infecciones localizadas.Las salmonelas se transmiten sobre todo a través de alimentos contaminados.
Proteus: Proteus es un género de bacterias gramnegativas, que incluye patógenos responsables de muchas infecciones del tracto urinario. Las especies de Proteus normalmente no fermentan lactosa por razón de tener una β galactosidasa, pero algunas se han mostrado capaces de hacerlo. Son oxidasa-negativas y ureasa-positivas. Algunas especies son mótiles. Tienden a ser organismos pleomórficos, no esporulados ni capsulados y son productoras de fenilalanina desaminasa. Con la excepción de P. mirabilis, todos los Proteus reaccionan negativos con la prueba del indol.
Brusella abortus: Son bacilos cortos o cocobasilos gramnegativos que se colorean mal con la coloración convencional de gram, pequeños inmóviles y aerobios.
Bibliografía: Diagnostico microbiológico. Forbes. Sahm. Weissfedl. Pág. 313, 507
Son organismos unicelulares que se mueven gracias a unos pequeños pelos llamados cilios. Los cilios también sirven para crear corrientes en el agua que ayudan a arrastrar pequeñas partículas de alimento. El paramecio es un protozoo que tiene forma de zapatilla. Abunda en las charcas de agua dulce de todo el mundo. Está cubierto de cilios que le sirven para moverse y para producir corrientes de agua, que utiliza para alimentarse y respirar. Se mueven en el agua formando una espiral y a la vez dan vueltas sobre sí mismos. El paramecio tiene dos núcleos. Uno grande, sin el cual no puede vivir, y uno o dos pequeños, sin los cuales no puede reproducirse. Por lo general, se reproduce dividiéndose en dos. Investigar las características de los siguientes microorganismos pertenecientes al grupo de las enterobacterias.
Escherichia coli: Bacteria con forma de bastón (bacilo), que pertenece a la familia de las Enterobacteriáceas; está considerada como el material biológico más utilizado en experimentación. Esta bacteria se encuentra en el tracto intestinal de los mamíferos. Las especies de Escherichia coli oportunistas producen infecciones sólo si abandonan el colon. La Escherichia coli es un organismo adecuado para la investigación por su crecimiento rápido y porque su cultivo es sencillo. Ha facilitado descubrimientos muy importantes sobre metabolismo, reproducción celular e ingeniería genética.
Salmonella typhi: Las salmonelas son bacterias Gram negativas, no esporuladas y móviles, que pertenecen a la familia Enterobacteriáceas. S. typhi, afecta a los seres humanos y produce la fiebre tifoidea, la mayoría son patógenas tanto para el hombre como para los animales. En los seres humanos las salmonelas son responsables de diferentes cuadros clínicos como la fiebre tifoidea y paratifoidea, la gastroenteritis por Salmonella (salmonelosis), y las bacteriemias e infecciones localizadas.Las salmonelas se transmiten sobre todo a través de alimentos contaminados.
Proteus: Proteus es un género de bacterias gramnegativas, que incluye patógenos responsables de muchas infecciones del tracto urinario. Las especies de Proteus normalmente no fermentan lactosa por razón de tener una β galactosidasa, pero algunas se han mostrado capaces de hacerlo. Son oxidasa-negativas y ureasa-positivas. Algunas especies son mótiles. Tienden a ser organismos pleomórficos, no esporulados ni capsulados y son productoras de fenilalanina desaminasa. Con la excepción de P. mirabilis, todos los Proteus reaccionan negativos con la prueba del indol.
Brusella abortus: Son bacilos cortos o cocobasilos gramnegativos que se colorean mal con la coloración convencional de gram, pequeños inmóviles y aerobios.
Bibliografía: Diagnostico microbiológico. Forbes. Sahm. Weissfedl. Pág. 313, 507
viernes, 8 de mayo de 2009
examen 2do parcial
Segundo Examen parcial de la materia de Operar Equipo de Laboratorio.
1.-Necesario para la respiración celular; presente en casi todos los compuestos orgánicos; forma parte del agua: Oxigeno.
2.- Constituye el esqueleto de las moléculas orgánicas; puede formar cuatro enlaces con otros tantos átomos: Carbono.
3.- El hidrogeno forma el agua. Funciona como Ion para formar tampones que regulan la acidez y basicidad del cuerpo reaccionando con el co2 de nuestros pulmones para formar bicarbonato de sodio: Oxigeno.
4.- Componente estructural de los huesos y dientes; importante en la contracción muscular, conducción de impulsos nerviosos y coagulación de la sangre: Calcio.
5.- Componente de todas las proteínas y ácidos nucleicos y de algunos lípidos: Nitrógeno.
6.- Los serotipo que presenta un cuadro de paratifoidea se representan con las letras: c. HA.
7.- La lámina de cristal excavada, se utiliza para pruebas de tipo: Inmunologia.
8.- La cámara de Neubauer, es utilizada en el área de: Hematologia.
9.- Que nombre recibe la pipeta que puede medir 0.5 ml. y se pipetea con manguera: Thomas.
10.- Que nombre recibe el espejo de agua que sube en las pipetas y marca la graduación de las mismas: Menisco.
11.- Que nombre reciben los reactivos que se utilizan en la prueba de Reacciones Febriles: Tipificadotes AB.
12.- Que tipo de objetivo se utiliza para identificar con aceite de inmersión: 10 x.
1.-Necesario para la respiración celular; presente en casi todos los compuestos orgánicos; forma parte del agua: Oxigeno.
2.- Constituye el esqueleto de las moléculas orgánicas; puede formar cuatro enlaces con otros tantos átomos: Carbono.
3.- El hidrogeno forma el agua. Funciona como Ion para formar tampones que regulan la acidez y basicidad del cuerpo reaccionando con el co2 de nuestros pulmones para formar bicarbonato de sodio: Oxigeno.
4.- Componente estructural de los huesos y dientes; importante en la contracción muscular, conducción de impulsos nerviosos y coagulación de la sangre: Calcio.
5.- Componente de todas las proteínas y ácidos nucleicos y de algunos lípidos: Nitrógeno.
6.- Los serotipo que presenta un cuadro de paratifoidea se representan con las letras: c. HA.
7.- La lámina de cristal excavada, se utiliza para pruebas de tipo: Inmunologia.
8.- La cámara de Neubauer, es utilizada en el área de: Hematologia.
9.- Que nombre recibe la pipeta que puede medir 0.5 ml. y se pipetea con manguera: Thomas.
10.- Que nombre recibe el espejo de agua que sube en las pipetas y marca la graduación de las mismas: Menisco.
11.- Que nombre reciben los reactivos que se utilizan en la prueba de Reacciones Febriles: Tipificadotes AB.
12.- Que tipo de objetivo se utiliza para identificar con aceite de inmersión: 10 x.
cuestionario del vernier
Cuestionario: 1 Segunda unidad.
1.- Es un instrumento para medir dimensiones de objetos relativamente pequeños, Se atribuye al cosmógrafo y matemático portugués que se llama: Pedro Núñez
2.- En qué año se le atribuye el pie de rey al cosmógrafo y matemático portugués.
3.- También se ha llamado pie de rey al: Vernier
4.- En que año se le atribuye el pie de rey al geómetra pedro Vernier.
5.- ¿Qué otro nombre recibe el origen del pie de rey? Pie de rey al vernier
:::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::
En los recuadros siguientes ponga el número y nombre correspondiente de la figura de medición
1 Mordazas para medidas externas.
2 Mordazas para medidas internas.
3 Coliza para medida de profundidades.
4 Escala con divisiones en centímetros y milímetros.
5 Escala con divisiones en pulgadas y fracciones de pulgada.
6 Nonio para la lectura de las fracciones de milímetros en que esté dividido.
7 Nonio para la lectura de las fracciones de pulgada en que esté dividido.
8 Botón de deslizamiento y freno.
Descripción del Pie de Rey o Vernier. 121 palabras utilizaras para su descripción.
Consta de una "regla" con una escuadra en un extremo, sobre la cual se desliza otra destinada a indicar la medida en una escala. Permite apreciar longitudes de 1/10, 1/20 y 1/50 de milímetro utilizando el nonio. Mediante piezas especiales en la parte superior y en su extremo, permite medir dimensiones internas y profundidades. Posee dos escalas: la inferior milimétrica y la superior en pulgadas. Mordazas para medidas externas. Mordazas para medidas internas. Coliza para medida de profundidades. Escala con divisiones en centímetros y milímetros. Escala con divisiones en pulgadas y fracciones de pulgada. Nonio para la lectura de las fracciones de milímetros en que esté dividido. Nonio para la lectura de las fracciones de pulgada en que esté dividido. Botón de deslizamiento y freno.
1.- Es un instrumento para medir dimensiones de objetos relativamente pequeños, Se atribuye al cosmógrafo y matemático portugués que se llama: Pedro Núñez
2.- En qué año se le atribuye el pie de rey al cosmógrafo y matemático portugués.
3.- También se ha llamado pie de rey al: Vernier
4.- En que año se le atribuye el pie de rey al geómetra pedro Vernier.
5.- ¿Qué otro nombre recibe el origen del pie de rey? Pie de rey al vernier
:::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::
En los recuadros siguientes ponga el número y nombre correspondiente de la figura de medición
1 Mordazas para medidas externas.
2 Mordazas para medidas internas.
3 Coliza para medida de profundidades.
4 Escala con divisiones en centímetros y milímetros.
5 Escala con divisiones en pulgadas y fracciones de pulgada.
6 Nonio para la lectura de las fracciones de milímetros en que esté dividido.
7 Nonio para la lectura de las fracciones de pulgada en que esté dividido.
8 Botón de deslizamiento y freno.
Descripción del Pie de Rey o Vernier. 121 palabras utilizaras para su descripción.
Consta de una "regla" con una escuadra en un extremo, sobre la cual se desliza otra destinada a indicar la medida en una escala. Permite apreciar longitudes de 1/10, 1/20 y 1/50 de milímetro utilizando el nonio. Mediante piezas especiales en la parte superior y en su extremo, permite medir dimensiones internas y profundidades. Posee dos escalas: la inferior milimétrica y la superior en pulgadas. Mordazas para medidas externas. Mordazas para medidas internas. Coliza para medida de profundidades. Escala con divisiones en centímetros y milímetros. Escala con divisiones en pulgadas y fracciones de pulgada. Nonio para la lectura de las fracciones de milímetros en que esté dividido. Nonio para la lectura de las fracciones de pulgada en que esté dividido. Botón de deslizamiento y freno.
camara de neubauer
Sangre
Recuento de eritrocitos
Recuento de eritrocitos: ejemplo
Observe que en la grilla de la cámara de Neubauer las áreas de recuento de eritrocitos y linfocitos son diferentes. Los glóbulos rojos se cuentan en las áreas coloreadas de rojo, mientras que los glóbulos blancos se cuentan en las áreas coloreadas de azul. Ten en cuenta que la grilla central tiene 25 cuadrados de 1mm x 1mm de área y 0.10 mm de profundidad. El factor de dilución es por tanto de 1:200. Convierte el número de glóbulos rojos contados en 5 cuadrados a nº glóbulos rojos/µl. (1 µl (microlitro) = 1 mm3 )
Como
+.se hace?
La imagen de abajo simula el campo que esta viendo al microscopio con un objetivo de 45x. Solo es visible el centro de la grilla. Intenta verificar esto al ir moviendo el campo de derecha-izquierda y de arriba-abajo, como si de una pletina de microscopio se tratase. Cuenta los glóbulos rojos en los cinco cuadrados mencionados anteriormente y determina el recuento de eritrocitos como se ha descrito anteriormente...
Muy importante: Cuando un eritrocito se sitúa en mitad de las líneas superior y/o de la izquierda, entonces es contabilizado. Pero no se contabiliza cuando se sitúa en mitad de las líneas inferior y/o de la derecha...
El rango normal de recuento de glóbulos rojos es el siguiente:
Mujeres: 3.9-5.6 millones/µl
Hombres: 4.5-6.5 millones/µl
Determine el recuento del sujeto cuya muestra aparece en la imagen.
Cual es la solución?
Técnicas de estudio de líneas celulares
TÉCNICAS DE CONTAJE CELULAR
Una suspensión celular se caracteriza por presentar un número de partículas microscópicas dispersas en un fluido. Habitualmente será necesario determinar tanto la densidad de las células en la suspensión como el porcentaje de éstas que son viables.
Para determinar la densidad de las células se emplean diferentes técnicas, desde la relativamente simple cámara de contaje celular de la que existen numerosas variantes, entre ellas la que empleamos (cámara de Neubauer), hasta equipos automáticos de contaje celular como el "Cell Coulter" de la empresa Beckman-Coulter.
El principio del contador celular se basa en la medida de los cambios en la resistencia eléctrica que se producen cuando una partícula no conductora en suspensión en un electrolito atraviesa un pequeño orificio. Como se puede ver en el esquema, una pequeña abertura entre los electrodos es la zona sensible a través de la que pasan las partículas que se encuentran en suspensión. Cuando una partícula atraviesa el orificio desplaza su propio volumen de electrolito. El volumen desplazado es medido como un pulso de voltaje. La altura de cada pulso es proporcional al volumen de la partícula. Controlando la cantidad de la suspensión que circula a través del orificio es posible contar y medir el tamaño de las partículas. Es posible contar y medir varios miles de partículas por segundo, independientemente de su forma, color y densidad.
En la unidad de Citometría de flujo y Microscopia Confocal de los Servicios Científico-Técnicos de la Universidad de Barcelona se dispone de contadores celulares.
Sin embargo, es posible determinar la densidad celular empleando métodos más sencillos. Nos basta con una cámara de contaje celular, por ej. La cámara de Neubauer, y un microscopio. Una cámara de contaje celular es un dispositivo en el que se coloca una muestra de la suspensión a medir. El dispositivo presenta unas señales que determinan un volumen conocido (x microlitros). Al contar bajo el microscopio el número de partículas presentes en ese volumen se puede determinar la densidad de partículas en la suspensión de origen.
La cámara de Neubauer es una cámara de contaje adaptada al microscopio de campo claro o al de contraste de fases. Se trata de un portaobjetos con una depresión en el centro, en el fondo de la cual se ha marcado con la ayuda de un diamante una cuadrícula como la que se ve en la imagen. Es un cuadrado de 3 x 3 mm, con una separación entre dos líneas consecutivas de 0.25 mm. Así pues el área sombreada y marcada L corresponde a 1 milimetro cuadrado. La depresión central del cubreobjetos está hundida 0.1 mm respecto a la superficie, de forma que cuando se cubre con un cubreobjetos éste dista de la superficie marcada 0.1 milímetro, y el volumen comprendido entre la superficie L y el cubreobjetos es de 0.1 milímetro cúbico, es decir 0.1 microlitro.
Si contamos las cuatro áreas sombreada (L) observando un total de x células entre las cuatro áreas, la concentración en la suspensión celular será :
concentración en la suspensión (células / mL) = 10000 (x/4)
En la imagen puedes observar el aspecto de una de las regiones marcadas como L y que en el microscopio se ven como una cuadrícula de 16 pequeños cuadrados de 0.25 milímetros de lado. Esta imagen ha sido tomada empleando un microscopio invertido de contraste de fases.
Existen numerosos modelos de cámaras de contaje celular adaptadas a su uso en microscopía. En la imagen puedes observar una cámara de Neubauer doble, como las que usas en el laboratorio de prácticas.
Para determinar la viabilidad celular se emplean diferentes métodos. El más común es el de tinción con azul tripán. El azul tripán es un coloide que se introduce en el interior de las células que presentan roturas en la membrana. Así pues las células que aparecen en la imagen, claramente de color azul, son consideradas no viables. Asimilar células blancas, por exclusión, a células viables es un error pues por este método se sobrevalora la viabilidad de las células en la suspensión, determinando como inviables sólo aquellas con la membrana rota. Existen otros métodos de determinación de la viabilidad celular como el más preciso de la tinción con ioduro de propidio
En la red dispones de descripciones detalladas sobre como utilizar un hemocitómetro, como la propuesta por P.J. Hansen, o la detallada descripción que aporta Beckton-Dickinson, y los problemas de cálculo de parámetros celulares que plantea empleando datos obtenidos a partir de un hemocitómetro, y otros protocolos para el contaje de células.
Se aseptiza el dedo con alcohol y luego se seca al aire o con algodón. Se coge entre el pulgar y el índice y se hace una punción rápida y penetrante a través de la piel de la punta del dedo con una lanceta estéril.
2. Se deshecha la primera gota de sangre y se aspira la siguiente con la pipeta de dilución perfectamente limpia y seca hasta la señal 1 o 0.5 (también puede utilizarse la pipeta de hemoglobina, de 20 microlitros). Hay que evitar la entrada de burbujas de aire, pudiendo ayudarnos de un papel de filtro para conseguir el enrasado.
3. A continuación se toma con la pipeta líquido de Hayem, isotónico con la sangre, hasta la señal 1; así, la sangre queda diluida al 1/10, si tomamos sangre hasta la señal 1, o al 1/20 si tomamos hasta 0.5. Esto es así porque el volumen de la bola de la pipeta es 100 veces superior al del capilar de la misma. (Si hemos utilizado la pipeta de hemoglobina podemos diluir su contenido en 2 o 4 ml de líquido de Hayem para obtener diluciones 1/100 o 1/200).
4. Tomamos la pipeta (o el tubo de ensayo) entre los dedos índice y pulgar y agitamos. A través de la goma de conexión con la pipeta, soplamos para despreciar las primeras gotas por corresponder al líquido que estaba en el capilar.
5. Se adapta un cubreobjetos sobre una cámara cuenta glóbulos limpia y seca y se coloca una gota en uno de los lados del cubre; esta gota penetra por capilaridad y rellena el retículo de la misma.
6. Una vez preparada la cámara se coloca sobre la platina del microscopio dejándose unos minutos en reposo para que sedimenten los glóbulos. Disponemos el condensador bajo y luz débil; enfocamos primero con el objetivo débil seco y luego se cambia al fuerte seco para proceder al recuento, que se lleva a cabo en los cuadrados pequeños del retículo marcado en color rojo. Finalizado el recuento se procede a la limpieza de la pipeta con acético 1:3, agua destilada y alcohol-éter sucesivamente.
7. El volumen de sangre en el cual se han contado las células resulta de multiplicar la profundidad de la cámara por el factor de dilución, la superficie de los cuadrados y el número de cuadrados contados.
Con cámara de NEUBAUER: Superficie de 1 cuadrado grande (1/20 mm de lado):
Volumen de un cuadrado grande (1/10 mm de profundidad):
Si contamos "a" glóbulos rojos en "n" cuadrados pequeños, el número de glóbulos por cuadrado será a/n.
Si en un volumen 1/4000 mm3 hay a/n glóbulos rojos, en 1 mm3 habrá X. Luego:
Siendo X el número de glóbulos rojos existentes por cada mm3 de sangre diluida.
Si la sangre se diluyó a 1/100 o 1/200, habrá que multiplicar el valor X por 100 o 200 respectivamente, con lo cual obtendremos un nuevo valor, Y, que representa el número de glóbulos rojos existentes por cada mm3 de sangre (sin diluir).
Se utilizan para calcular, mediante el uso del microscopio, el número de partículas (leucocitos, hematíes, bacterias…) por unidad de volumen de un líquido.
La cámara está constituida por una placa base de vidrio especial preciso a un porta, su parte central se encuentra separada de los extremos por unas ranuras. En ella se encuentran las cuadrículas de recuento.
La fórmula de contaje es: partículas/mm3= partículas contadas.
Clases de cámaras:
- Neubauer improved: Es el más utilizado (9 cuadros grandes, cada 1 de 1 mm2.)
- Neubauer: La diferencia es el cuadro grande central.
- Thoma: Se utiliza solo para el recuento de eritrocitos.
- Fuchs-Rosenthal: Se utiliza habitualmente para recuento de células en líquidos orgánicos (LCR, Líquido sinovial…)
Recuento de eritrocitos
Recuento de eritrocitos: ejemplo
Observe que en la grilla de la cámara de Neubauer las áreas de recuento de eritrocitos y linfocitos son diferentes. Los glóbulos rojos se cuentan en las áreas coloreadas de rojo, mientras que los glóbulos blancos se cuentan en las áreas coloreadas de azul. Ten en cuenta que la grilla central tiene 25 cuadrados de 1mm x 1mm de área y 0.10 mm de profundidad. El factor de dilución es por tanto de 1:200. Convierte el número de glóbulos rojos contados en 5 cuadrados a nº glóbulos rojos/µl. (1 µl (microlitro) = 1 mm3 )
Como
+.se hace?
La imagen de abajo simula el campo que esta viendo al microscopio con un objetivo de 45x. Solo es visible el centro de la grilla. Intenta verificar esto al ir moviendo el campo de derecha-izquierda y de arriba-abajo, como si de una pletina de microscopio se tratase. Cuenta los glóbulos rojos en los cinco cuadrados mencionados anteriormente y determina el recuento de eritrocitos como se ha descrito anteriormente...
Muy importante: Cuando un eritrocito se sitúa en mitad de las líneas superior y/o de la izquierda, entonces es contabilizado. Pero no se contabiliza cuando se sitúa en mitad de las líneas inferior y/o de la derecha...
El rango normal de recuento de glóbulos rojos es el siguiente:
Mujeres: 3.9-5.6 millones/µl
Hombres: 4.5-6.5 millones/µl
Determine el recuento del sujeto cuya muestra aparece en la imagen.
Cual es la solución?
Técnicas de estudio de líneas celulares
TÉCNICAS DE CONTAJE CELULAR
Una suspensión celular se caracteriza por presentar un número de partículas microscópicas dispersas en un fluido. Habitualmente será necesario determinar tanto la densidad de las células en la suspensión como el porcentaje de éstas que son viables.
Para determinar la densidad de las células se emplean diferentes técnicas, desde la relativamente simple cámara de contaje celular de la que existen numerosas variantes, entre ellas la que empleamos (cámara de Neubauer), hasta equipos automáticos de contaje celular como el "Cell Coulter" de la empresa Beckman-Coulter.
El principio del contador celular se basa en la medida de los cambios en la resistencia eléctrica que se producen cuando una partícula no conductora en suspensión en un electrolito atraviesa un pequeño orificio. Como se puede ver en el esquema, una pequeña abertura entre los electrodos es la zona sensible a través de la que pasan las partículas que se encuentran en suspensión. Cuando una partícula atraviesa el orificio desplaza su propio volumen de electrolito. El volumen desplazado es medido como un pulso de voltaje. La altura de cada pulso es proporcional al volumen de la partícula. Controlando la cantidad de la suspensión que circula a través del orificio es posible contar y medir el tamaño de las partículas. Es posible contar y medir varios miles de partículas por segundo, independientemente de su forma, color y densidad.
En la unidad de Citometría de flujo y Microscopia Confocal de los Servicios Científico-Técnicos de la Universidad de Barcelona se dispone de contadores celulares.
Sin embargo, es posible determinar la densidad celular empleando métodos más sencillos. Nos basta con una cámara de contaje celular, por ej. La cámara de Neubauer, y un microscopio. Una cámara de contaje celular es un dispositivo en el que se coloca una muestra de la suspensión a medir. El dispositivo presenta unas señales que determinan un volumen conocido (x microlitros). Al contar bajo el microscopio el número de partículas presentes en ese volumen se puede determinar la densidad de partículas en la suspensión de origen.
La cámara de Neubauer es una cámara de contaje adaptada al microscopio de campo claro o al de contraste de fases. Se trata de un portaobjetos con una depresión en el centro, en el fondo de la cual se ha marcado con la ayuda de un diamante una cuadrícula como la que se ve en la imagen. Es un cuadrado de 3 x 3 mm, con una separación entre dos líneas consecutivas de 0.25 mm. Así pues el área sombreada y marcada L corresponde a 1 milimetro cuadrado. La depresión central del cubreobjetos está hundida 0.1 mm respecto a la superficie, de forma que cuando se cubre con un cubreobjetos éste dista de la superficie marcada 0.1 milímetro, y el volumen comprendido entre la superficie L y el cubreobjetos es de 0.1 milímetro cúbico, es decir 0.1 microlitro.
Si contamos las cuatro áreas sombreada (L) observando un total de x células entre las cuatro áreas, la concentración en la suspensión celular será :
concentración en la suspensión (células / mL) = 10000 (x/4)
En la imagen puedes observar el aspecto de una de las regiones marcadas como L y que en el microscopio se ven como una cuadrícula de 16 pequeños cuadrados de 0.25 milímetros de lado. Esta imagen ha sido tomada empleando un microscopio invertido de contraste de fases.
Existen numerosos modelos de cámaras de contaje celular adaptadas a su uso en microscopía. En la imagen puedes observar una cámara de Neubauer doble, como las que usas en el laboratorio de prácticas.
Para determinar la viabilidad celular se emplean diferentes métodos. El más común es el de tinción con azul tripán. El azul tripán es un coloide que se introduce en el interior de las células que presentan roturas en la membrana. Así pues las células que aparecen en la imagen, claramente de color azul, son consideradas no viables. Asimilar células blancas, por exclusión, a células viables es un error pues por este método se sobrevalora la viabilidad de las células en la suspensión, determinando como inviables sólo aquellas con la membrana rota. Existen otros métodos de determinación de la viabilidad celular como el más preciso de la tinción con ioduro de propidio
En la red dispones de descripciones detalladas sobre como utilizar un hemocitómetro, como la propuesta por P.J. Hansen, o la detallada descripción que aporta Beckton-Dickinson, y los problemas de cálculo de parámetros celulares que plantea empleando datos obtenidos a partir de un hemocitómetro, y otros protocolos para el contaje de células.
Se aseptiza el dedo con alcohol y luego se seca al aire o con algodón. Se coge entre el pulgar y el índice y se hace una punción rápida y penetrante a través de la piel de la punta del dedo con una lanceta estéril.
2. Se deshecha la primera gota de sangre y se aspira la siguiente con la pipeta de dilución perfectamente limpia y seca hasta la señal 1 o 0.5 (también puede utilizarse la pipeta de hemoglobina, de 20 microlitros). Hay que evitar la entrada de burbujas de aire, pudiendo ayudarnos de un papel de filtro para conseguir el enrasado.
3. A continuación se toma con la pipeta líquido de Hayem, isotónico con la sangre, hasta la señal 1; así, la sangre queda diluida al 1/10, si tomamos sangre hasta la señal 1, o al 1/20 si tomamos hasta 0.5. Esto es así porque el volumen de la bola de la pipeta es 100 veces superior al del capilar de la misma. (Si hemos utilizado la pipeta de hemoglobina podemos diluir su contenido en 2 o 4 ml de líquido de Hayem para obtener diluciones 1/100 o 1/200).
4. Tomamos la pipeta (o el tubo de ensayo) entre los dedos índice y pulgar y agitamos. A través de la goma de conexión con la pipeta, soplamos para despreciar las primeras gotas por corresponder al líquido que estaba en el capilar.
5. Se adapta un cubreobjetos sobre una cámara cuenta glóbulos limpia y seca y se coloca una gota en uno de los lados del cubre; esta gota penetra por capilaridad y rellena el retículo de la misma.
6. Una vez preparada la cámara se coloca sobre la platina del microscopio dejándose unos minutos en reposo para que sedimenten los glóbulos. Disponemos el condensador bajo y luz débil; enfocamos primero con el objetivo débil seco y luego se cambia al fuerte seco para proceder al recuento, que se lleva a cabo en los cuadrados pequeños del retículo marcado en color rojo. Finalizado el recuento se procede a la limpieza de la pipeta con acético 1:3, agua destilada y alcohol-éter sucesivamente.
7. El volumen de sangre en el cual se han contado las células resulta de multiplicar la profundidad de la cámara por el factor de dilución, la superficie de los cuadrados y el número de cuadrados contados.
Con cámara de NEUBAUER: Superficie de 1 cuadrado grande (1/20 mm de lado):
Volumen de un cuadrado grande (1/10 mm de profundidad):
Si contamos "a" glóbulos rojos en "n" cuadrados pequeños, el número de glóbulos por cuadrado será a/n.
Si en un volumen 1/4000 mm3 hay a/n glóbulos rojos, en 1 mm3 habrá X. Luego:
Siendo X el número de glóbulos rojos existentes por cada mm3 de sangre diluida.
Si la sangre se diluyó a 1/100 o 1/200, habrá que multiplicar el valor X por 100 o 200 respectivamente, con lo cual obtendremos un nuevo valor, Y, que representa el número de glóbulos rojos existentes por cada mm3 de sangre (sin diluir).
Se utilizan para calcular, mediante el uso del microscopio, el número de partículas (leucocitos, hematíes, bacterias…) por unidad de volumen de un líquido.
La cámara está constituida por una placa base de vidrio especial preciso a un porta, su parte central se encuentra separada de los extremos por unas ranuras. En ella se encuentran las cuadrículas de recuento.
La fórmula de contaje es: partículas/mm3= partículas contadas.
Clases de cámaras:
- Neubauer improved: Es el más utilizado (9 cuadros grandes, cada 1 de 1 mm2.)
- Neubauer: La diferencia es el cuadro grande central.
- Thoma: Se utiliza solo para el recuento de eritrocitos.
- Fuchs-Rosenthal: Se utiliza habitualmente para recuento de células en líquidos orgánicos (LCR, Líquido sinovial…)
practica pesos y medidas en equipo
Centro de Bachillerato Tecnológico
industrial y de servicios no. 155
Mesa 3
Med. Víctor Manuel Alfaro López
Operar equipo y materiales de laboratorio
Practica
Pesos y medidas
31-marzo-2009
Hoja de datos personales:
2LM
Med. Víctor Manuel Alfaro López
Operar Equipo y Material de Laboratorio
• Borjas young Miriam Alejandra.
• Cárdenas Osuna Eric Alonso.
• Godinez Ayala Liliana.
• Herrera Hernández Ana Karen.
• Hidalgo Reyes Yahaira Anette.
• Huitron Barajas José Alberto.
• Jáuregui Flores Erick Fernando.
• Olmos Sahagun Genaro.
• Parra Hernández Ilan Alonso.
Objetivo:
“Laboratorio de Análisis Clínicos”
Practica: Uso y Manejo de la Balanza Granataria.
El alumno técnico en laboratorio clínico deberá aprender a usar la balanza granataria para saber los pesos, volúmenes y medidas exactas de las sustancias y algunos materiales de laboratorio, aplicando los conocimientos que se le han brindado y sus propios conocimientos para poder utilizar este material en cualquier área del laboratorio clínico. Teniendo como finalidad capacitarnos en lo más básico.
Para que todo esto sea posible el alumno debe llagar puntualmente y con su equipo de bioseguridad (bata blanca, gorro, guantes, cubre boca).
Para evitar la contaminación de las sustancias o líquidos que se manejan. Los integrantes de la mesa tendrán que manejar y revisar cuidadosamente cada instrumento para evitar caídas y revisar que no estén dañados para que al momento de utilizarlos no ocurra ningún accidente.
Justificación:
Este tema nos ayuda para saber usar la balanza granataria y poderla usar en las practicas que realizaremos de hoy en adelante practicas como: medio de cultivo, determinar el volumen o peso de alguna sustancia, liquida o en polvo.
El objetivo de esta práctica fue aprender a pesar y medir los materiales utilizados en el laboratorio clínico y a desarrollar las habilidades del alumno, lo cual aprenderán.
Utilizar la balanza granataria, saber el peso exacto de cada material es otro aspecto fundamental ya desarrollado.
Con esta práctica aprendimos a manejar la balanza granataria adecuadamente ya que es una herramienta muy utilizada. Además al mismo tiempo pudimos manejar instrumentos de cristalería y es muy útil para poder manejarlos y conocerlos mejor.
Introducción:
Los alumnos de laboratorio clínico, deben utilizar lo balanza granataria de forma adecuada utilizando los conocimientos anteriormente conocidos, para que puedan obtener mejor funcionamiento y manejo de la misma ya que podrán pesar con exactitud cualquier sustancia o material que desee o necesite.
Para ello cada integrante tendrá que aprender individualmente con la ayuda del maestro y compañeros de mesa a mover este instrumento para que a la hora de un examen tenga el conocimiento adecuado de este instrumento.
Dentro del procedimiento se llevara acabo la actividad de pesar y medir los materiales de cristalería así como las sustancias, solventes y otro tipo de reactivos que se soliciten, todo esto con la finalidad de que el alumno experimente y se familiarice con los materiales y el procedimiento de esta practica.
Indice:
Portada.
Contra portada.
Hoja de datos personales.
Objetivo.
Justificación.
Objetivo particular.
Introducción.
Marco teórico.
Desarrollo.
Fichas bibliografías.
Conclusión.
Marco Teórico:
El día martes 30 de marzo del 2009 en la clase del profesor Víctor realizamos nuestra práctica de pesos y medidas con nuestro equipo de bioseguridad puesto; En esta práctica medimos algunos materiales de los cuales obtuvimos los siguientes resultados.
Material:
Caja de petri: 87.9 gr.
Medio de cultivo: 450 gr.
Vidrio de reloj: 25 gr.
Probeta graduada 100 ml: 98.4 gr.
Pipeta de Salí: 4.8 gr.
Pipeta de 5 ml: 22.9 gr.
Vidrio escavado: 31.1 gr.
Vaso de precipitado de 500 ml: 117.2 gr.
Vaso de precipitado de 50 ml: 27.6 gr.
Pipeta pasteur: 3.7 gr.
Espátula: 51.6 gr.
Tubo de ensaye: 9 gr.
Manguerilla con boquilla: 3.5 gr.
Cristalizador: 47.9 gr.
Cristalizador con sal: 79.1 gr.
Sal: 31.1 gr.
Pipeta de 100 ml: 3.3 gr.
Vidrio de reloj con una gota de agua: 25.1 gr.
Vidrio de reloj con 1 ml de agua: 25.2 gr.
Desarrollo:
Unidad II
Pesos y Medidas
El alumno debe llagar puntualmente al laboratorio de análisis clínicos químicos y portando su equipo de bioseguridad (bata blanca, gorro, guantes y cubre boca).
Instrucciones al desarrollar dentro del laboratorio clínico:
Materiales que se ocuparan en esta práctica
Pipetas graduadas, volumétricas, buretas, probetas, vaso de precipitado, matraz elen meyer, pipetas pasteur, pipetas de Salí, pipeta de tomas.
1.-Dentro del procedimiento se va a llevar acabo la actividad de pesar y medir los materiales de cristalería así como las sustancias, solventes y otros tipos de reactivos que se soliciten.
2.-Los pesos y medidas deben ser en forma ordenada y para ello se ocupa una balanza grataría donde se debe pesar los materiales identificados en forma individual registrando los pesos de cada uno.
3.-Una vez teniendo los pesos de los materiales se les aplicara un reactivo ya sea sólido, en polvo o líquido y se registrara el peso con el reactivo y así poder llegar a ocupar nuestro sistema métrico decimal y el sistema anglosajón.
4.-El alumno tendrá que comparar el peso del agua corriente (de la llave) y para ello ocupara pipetas graduadas.
5.-Introduzca la punta de la pipeta hasta que el líquido hacienda en el interior de la pipeta hacia arriba la marca superior. La succión la pueden hacer con la boca si es agua y con perillas de hule si son líquidos corrosivos.
6.-En las pipetas de Salí y de tomas se requiere utilizar una manguera especial con boquilla la cual se debe succionar cuidadosamente hasta la marca que contiene y registramos la medida del producto introducido en ellas que es microlitos.
7.-Controla las descargas de las pipetas graduadas o volumétricas con el dedo índice de la mano, para saber si ya esta la cantidad exacta y pueda observar el menisco que se forma.
8.-Realice 5 determinaciones de pipetas de diferentes capacidades y para comparar el resultado vacié el contenido de la pipeta en una probeta que tenga capacidad de recibir el liquido que contiene la pipeta.
9.-Lave la pipeta o las pipetas y enjuague con agua destilada, coloque la pipeta en el porta pipetas o gradillas para que se estile y seque.
10.-Antes de ocupar sus materiales de cristalería cualquiera que sea se deben de revisar cuidadosamente y verificar que no estén bretados o rotos.
Glosario de Términos:
Peso: Fuerza resultante de la acción de la gravedad sobre un peso, cuerpo.
Medida: Acción y efecto de medir.
Solventes: Sustancias.
Reactivos: Activar de nuevo, dar mas actividad, reactivación.
Agua Corriente: Agua de la llave.
Volumen: Espacio ocupado por un cuerpo.
Menisco: Superficie libre del líquido contenido en in tubo estrecho.
Fichas Bibliograficas:
• Laboratorio de análisis clínicos CBtis no.155.
• Practica de pesos y medidas.
Conclusión:
Esta práctica nos fue de mucha utilidad por que aprendimos a pesar, materiales y sustancias, le perdimos el miedo a usar los materiales de vidrio y tuvimos el cuidado necesario con los materiales.
Cada uno de los integrantes tuvo que pasar a medir y pesar cada uno de los instrumentos para tener confianza y perderle el miedo por completo.
Deacuerdo a la explicación del profesor llevamos acabo la actividad con éxito, creo yo, aprendimos a utilizar la balanza granataria para cuando nos apliquen un examen. Mis compañeros y yo realizamos la práctica dinámicamente.
En conclusión esta actividad nos será de mucha utilidad para llevar acabo nuestras prácticas para así saber el peso de cada material y también como utilizar la balanza granataria lo cual es indispensable para hacer un mejor trabajo. Con la finalidad de formar unos alumnos de laboratorio clínico preparados y responsables.
industrial y de servicios no. 155
Mesa 3
Med. Víctor Manuel Alfaro López
Operar equipo y materiales de laboratorio
Practica
Pesos y medidas
31-marzo-2009
Hoja de datos personales:
2LM
Med. Víctor Manuel Alfaro López
Operar Equipo y Material de Laboratorio
• Borjas young Miriam Alejandra.
• Cárdenas Osuna Eric Alonso.
• Godinez Ayala Liliana.
• Herrera Hernández Ana Karen.
• Hidalgo Reyes Yahaira Anette.
• Huitron Barajas José Alberto.
• Jáuregui Flores Erick Fernando.
• Olmos Sahagun Genaro.
• Parra Hernández Ilan Alonso.
Objetivo:
“Laboratorio de Análisis Clínicos”
Practica: Uso y Manejo de la Balanza Granataria.
El alumno técnico en laboratorio clínico deberá aprender a usar la balanza granataria para saber los pesos, volúmenes y medidas exactas de las sustancias y algunos materiales de laboratorio, aplicando los conocimientos que se le han brindado y sus propios conocimientos para poder utilizar este material en cualquier área del laboratorio clínico. Teniendo como finalidad capacitarnos en lo más básico.
Para que todo esto sea posible el alumno debe llagar puntualmente y con su equipo de bioseguridad (bata blanca, gorro, guantes, cubre boca).
Para evitar la contaminación de las sustancias o líquidos que se manejan. Los integrantes de la mesa tendrán que manejar y revisar cuidadosamente cada instrumento para evitar caídas y revisar que no estén dañados para que al momento de utilizarlos no ocurra ningún accidente.
Justificación:
Este tema nos ayuda para saber usar la balanza granataria y poderla usar en las practicas que realizaremos de hoy en adelante practicas como: medio de cultivo, determinar el volumen o peso de alguna sustancia, liquida o en polvo.
El objetivo de esta práctica fue aprender a pesar y medir los materiales utilizados en el laboratorio clínico y a desarrollar las habilidades del alumno, lo cual aprenderán.
Utilizar la balanza granataria, saber el peso exacto de cada material es otro aspecto fundamental ya desarrollado.
Con esta práctica aprendimos a manejar la balanza granataria adecuadamente ya que es una herramienta muy utilizada. Además al mismo tiempo pudimos manejar instrumentos de cristalería y es muy útil para poder manejarlos y conocerlos mejor.
Introducción:
Los alumnos de laboratorio clínico, deben utilizar lo balanza granataria de forma adecuada utilizando los conocimientos anteriormente conocidos, para que puedan obtener mejor funcionamiento y manejo de la misma ya que podrán pesar con exactitud cualquier sustancia o material que desee o necesite.
Para ello cada integrante tendrá que aprender individualmente con la ayuda del maestro y compañeros de mesa a mover este instrumento para que a la hora de un examen tenga el conocimiento adecuado de este instrumento.
Dentro del procedimiento se llevara acabo la actividad de pesar y medir los materiales de cristalería así como las sustancias, solventes y otro tipo de reactivos que se soliciten, todo esto con la finalidad de que el alumno experimente y se familiarice con los materiales y el procedimiento de esta practica.
Indice:
Portada.
Contra portada.
Hoja de datos personales.
Objetivo.
Justificación.
Objetivo particular.
Introducción.
Marco teórico.
Desarrollo.
Fichas bibliografías.
Conclusión.
Marco Teórico:
El día martes 30 de marzo del 2009 en la clase del profesor Víctor realizamos nuestra práctica de pesos y medidas con nuestro equipo de bioseguridad puesto; En esta práctica medimos algunos materiales de los cuales obtuvimos los siguientes resultados.
Material:
Caja de petri: 87.9 gr.
Medio de cultivo: 450 gr.
Vidrio de reloj: 25 gr.
Probeta graduada 100 ml: 98.4 gr.
Pipeta de Salí: 4.8 gr.
Pipeta de 5 ml: 22.9 gr.
Vidrio escavado: 31.1 gr.
Vaso de precipitado de 500 ml: 117.2 gr.
Vaso de precipitado de 50 ml: 27.6 gr.
Pipeta pasteur: 3.7 gr.
Espátula: 51.6 gr.
Tubo de ensaye: 9 gr.
Manguerilla con boquilla: 3.5 gr.
Cristalizador: 47.9 gr.
Cristalizador con sal: 79.1 gr.
Sal: 31.1 gr.
Pipeta de 100 ml: 3.3 gr.
Vidrio de reloj con una gota de agua: 25.1 gr.
Vidrio de reloj con 1 ml de agua: 25.2 gr.
Desarrollo:
Unidad II
Pesos y Medidas
El alumno debe llagar puntualmente al laboratorio de análisis clínicos químicos y portando su equipo de bioseguridad (bata blanca, gorro, guantes y cubre boca).
Instrucciones al desarrollar dentro del laboratorio clínico:
Materiales que se ocuparan en esta práctica
Pipetas graduadas, volumétricas, buretas, probetas, vaso de precipitado, matraz elen meyer, pipetas pasteur, pipetas de Salí, pipeta de tomas.
1.-Dentro del procedimiento se va a llevar acabo la actividad de pesar y medir los materiales de cristalería así como las sustancias, solventes y otros tipos de reactivos que se soliciten.
2.-Los pesos y medidas deben ser en forma ordenada y para ello se ocupa una balanza grataría donde se debe pesar los materiales identificados en forma individual registrando los pesos de cada uno.
3.-Una vez teniendo los pesos de los materiales se les aplicara un reactivo ya sea sólido, en polvo o líquido y se registrara el peso con el reactivo y así poder llegar a ocupar nuestro sistema métrico decimal y el sistema anglosajón.
4.-El alumno tendrá que comparar el peso del agua corriente (de la llave) y para ello ocupara pipetas graduadas.
5.-Introduzca la punta de la pipeta hasta que el líquido hacienda en el interior de la pipeta hacia arriba la marca superior. La succión la pueden hacer con la boca si es agua y con perillas de hule si son líquidos corrosivos.
6.-En las pipetas de Salí y de tomas se requiere utilizar una manguera especial con boquilla la cual se debe succionar cuidadosamente hasta la marca que contiene y registramos la medida del producto introducido en ellas que es microlitos.
7.-Controla las descargas de las pipetas graduadas o volumétricas con el dedo índice de la mano, para saber si ya esta la cantidad exacta y pueda observar el menisco que se forma.
8.-Realice 5 determinaciones de pipetas de diferentes capacidades y para comparar el resultado vacié el contenido de la pipeta en una probeta que tenga capacidad de recibir el liquido que contiene la pipeta.
9.-Lave la pipeta o las pipetas y enjuague con agua destilada, coloque la pipeta en el porta pipetas o gradillas para que se estile y seque.
10.-Antes de ocupar sus materiales de cristalería cualquiera que sea se deben de revisar cuidadosamente y verificar que no estén bretados o rotos.
Glosario de Términos:
Peso: Fuerza resultante de la acción de la gravedad sobre un peso, cuerpo.
Medida: Acción y efecto de medir.
Solventes: Sustancias.
Reactivos: Activar de nuevo, dar mas actividad, reactivación.
Agua Corriente: Agua de la llave.
Volumen: Espacio ocupado por un cuerpo.
Menisco: Superficie libre del líquido contenido en in tubo estrecho.
Fichas Bibliograficas:
• Laboratorio de análisis clínicos CBtis no.155.
• Practica de pesos y medidas.
Conclusión:
Esta práctica nos fue de mucha utilidad por que aprendimos a pesar, materiales y sustancias, le perdimos el miedo a usar los materiales de vidrio y tuvimos el cuidado necesario con los materiales.
Cada uno de los integrantes tuvo que pasar a medir y pesar cada uno de los instrumentos para tener confianza y perderle el miedo por completo.
Deacuerdo a la explicación del profesor llevamos acabo la actividad con éxito, creo yo, aprendimos a utilizar la balanza granataria para cuando nos apliquen un examen. Mis compañeros y yo realizamos la práctica dinámicamente.
En conclusión esta actividad nos será de mucha utilidad para llevar acabo nuestras prácticas para así saber el peso de cada material y también como utilizar la balanza granataria lo cual es indispensable para hacer un mejor trabajo. Con la finalidad de formar unos alumnos de laboratorio clínico preparados y responsables.
Clasificación de las moléculas inorgánicas que funcionan en el cuerpo humano.
Las biomoleculas constituyentes de los seres vivos formados por solo cuatro elementos que son: Hidrogeno, Oxigeno, Carbono y Nitrógeno. Representando el 99% de los átomos de los seres vivos.
INORGANICAS: El agua la biomolecula mas abundante, gases (Oxigeno, Dióxido de carbono), sales inorgánicas, aniones como el fosfato (HPO4), Bicarbonato (HCO4) y cationes como el Amonio (NH4).
MOLECULA DEL AGUA. Molécula conformada por Hidrogeno y Oxigeno, lo cual la hace una molécula inorgánica.
MOLECULAS INORGANICAS EN EL ORGANISMO HUMANO
El agua como principal constituyente más abundante en el cuerpo, se tiene que beber y no durar de 5 a 6 días sin consumirla.
Sodio: Sirve para mantener un balance de los sistemas de fluidos físicos.
El ácido nítrico: puro es un líquido viscoso, incoloro e inodoro. El ácido nítrico concentrado tiñe la piel humana de amarillo al contacto, debido a una reacción con la Cisterna presente en la queratina de la piel. (HNO3).
Peroxido de hidrogeno (agua oxigenada)respiración, cianosis, expectoración, tos) Su mecanismo de acción se debe a la efervescencia que produce, ya que la liberación de oxígeno destruye los microorganismos anaerobios estrictos, y el burbujeo de la solución cuando entra en contacto con los tejidos y ciertas sustancias químicas, expulsa restos titulares fuera del conducto.
INORGANICAS: El agua la biomolecula mas abundante, gases (Oxigeno, Dióxido de carbono), sales inorgánicas, aniones como el fosfato (HPO4), Bicarbonato (HCO4) y cationes como el Amonio (NH4).
MOLECULA DEL AGUA. Molécula conformada por Hidrogeno y Oxigeno, lo cual la hace una molécula inorgánica.
MOLECULAS INORGANICAS EN EL ORGANISMO HUMANO
El agua como principal constituyente más abundante en el cuerpo, se tiene que beber y no durar de 5 a 6 días sin consumirla.
Sodio: Sirve para mantener un balance de los sistemas de fluidos físicos.
El ácido nítrico: puro es un líquido viscoso, incoloro e inodoro. El ácido nítrico concentrado tiñe la piel humana de amarillo al contacto, debido a una reacción con la Cisterna presente en la queratina de la piel. (HNO3).
Peroxido de hidrogeno (agua oxigenada)respiración, cianosis, expectoración, tos) Su mecanismo de acción se debe a la efervescencia que produce, ya que la liberación de oxígeno destruye los microorganismos anaerobios estrictos, y el burbujeo de la solución cuando entra en contacto con los tejidos y ciertas sustancias químicas, expulsa restos titulares fuera del conducto.
lunes, 4 de mayo de 2009
practica 3 pipeteo
Centro de Bachillerato Tecnológico
industrial y de servicios no. 155
Hidalgo Reyes Yahaira Anette
2lm
Med. Víctor Manuel Alfaro López
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 3
“Pipeteo”
23-abril-2009
Objetivo: El alumno técnico en laboratorio clínico deberá aprender a usar las pipetas adecuadamente y pipetear exactamente para poder realizar prácticas con algunas sustancias. Teniendo como finalidad capacitarlos en lo básico.
Introducción: Los alumnos de laboratorio clínico, deben utilizar las pipetas de forma adecuada utilizando los conocimientos anteriormente conocidos, para poder obtener los resultados exactos.
Indice:
-portada.
-introducción.
-objetivo.
-índice.
-desarrollo.
-bitácora.
-conclusión.
Desarrollo: El alumno debe llagar puntualmente al laboratorio de análisis clínicos químicos y portando su equipo de bioseguridad (bata blanca, gorro, guantes, y cubre boca).
Pipeteo
-manejo de pipetas
Con la utilización de equipo de cristalería en el termino de pipetas graduadas para realizar la actividad de medición de líquidos (volumen) de un mililitro hasta cinco.
En la cubeta para rotor de equipo científico llamado monarca se hace un balanceo en cifra de microlitos (20) se utiliza la pipeta automática en forma manual aplicamos la graduación con la misma pipeta graduada se toma una muestra de liquido y se deposita en el vidrio de reloj y se compara contra la cubeta de rotor.
• Se comparan las medidas de todas las pipetas y todos los integrantes de la mesa deben realizar la actividad de pipeteo.
• Lamina de cristal para pruebas inmunológicas (serologicas): su característica es escavada y algunas otras solo tienen un circulo plástico para contener el liquido que se deposita en el.
La pipeta pasteur la ocupamos con su glóbulo de extracción se utiliza para el punteo, para la lamina de cristal.
Bitácora:
Mesa 3
Practica 3 “pipeteo”
Materiales:
4 pipetas volumétricas.
1. 10 y litros.
2. 10 ml.
3. 10 uu ml.
4. 1 pipeta pasteur.
5. matraz Elen Meyer.
6. probeta graduada.
7. pipeta automática.
8. vidrio de reloj.
Se utiliza el matraz con agua para pipetear y pasar el agua a la probeta para medir exactamente sin que “la gravedad gane “, utilizando la pipeta pasteur.
10 ul = 2 gotas de la pipeta pasteur.
5.0 ul = 1 gota de la pipeta automática.
Conclusión: Esta práctica nos fue de mucha utilidad por que aprendimos a pipetear sustancias. Cada uno de los integrantes tubo que pipetear el agua de un matraz can la boca y con el lóbulo cuando se trato de la pipeta pasteur para después verificar en la probeta graduada.
industrial y de servicios no. 155
Hidalgo Reyes Yahaira Anette
2lm
Med. Víctor Manuel Alfaro López
“Operar Equipo y Material de Laboratorio”
Practica 3
“Pipeteo”
23-abril-2009
Objetivo: El alumno técnico en laboratorio clínico deberá aprender a usar las pipetas adecuadamente y pipetear exactamente para poder realizar prácticas con algunas sustancias. Teniendo como finalidad capacitarlos en lo básico.
Introducción: Los alumnos de laboratorio clínico, deben utilizar las pipetas de forma adecuada utilizando los conocimientos anteriormente conocidos, para poder obtener los resultados exactos.
Indice:
-portada.
-introducción.
-objetivo.
-índice.
-desarrollo.
-bitácora.
-conclusión.
Desarrollo: El alumno debe llagar puntualmente al laboratorio de análisis clínicos químicos y portando su equipo de bioseguridad (bata blanca, gorro, guantes, y cubre boca).
Pipeteo
-manejo de pipetas
Con la utilización de equipo de cristalería en el termino de pipetas graduadas para realizar la actividad de medición de líquidos (volumen) de un mililitro hasta cinco.
En la cubeta para rotor de equipo científico llamado monarca se hace un balanceo en cifra de microlitos (20) se utiliza la pipeta automática en forma manual aplicamos la graduación con la misma pipeta graduada se toma una muestra de liquido y se deposita en el vidrio de reloj y se compara contra la cubeta de rotor.
• Se comparan las medidas de todas las pipetas y todos los integrantes de la mesa deben realizar la actividad de pipeteo.
• Lamina de cristal para pruebas inmunológicas (serologicas): su característica es escavada y algunas otras solo tienen un circulo plástico para contener el liquido que se deposita en el.
La pipeta pasteur la ocupamos con su glóbulo de extracción se utiliza para el punteo, para la lamina de cristal.
Bitácora:
Mesa 3
Practica 3 “pipeteo”
Materiales:
4 pipetas volumétricas.
1. 10 y litros.
2. 10 ml.
3. 10 uu ml.
4. 1 pipeta pasteur.
5. matraz Elen Meyer.
6. probeta graduada.
7. pipeta automática.
8. vidrio de reloj.
Se utiliza el matraz con agua para pipetear y pasar el agua a la probeta para medir exactamente sin que “la gravedad gane “, utilizando la pipeta pasteur.
10 ul = 2 gotas de la pipeta pasteur.
5.0 ul = 1 gota de la pipeta automática.
Conclusión: Esta práctica nos fue de mucha utilidad por que aprendimos a pipetear sustancias. Cada uno de los integrantes tubo que pipetear el agua de un matraz can la boca y con el lóbulo cuando se trato de la pipeta pasteur para después verificar en la probeta graduada.
practica 3
Mesa 3
Practica 3: ¨Pipeteo¨
Materiales:
4 pipetas volumétricas.
1. 10 y litros.
2. 10 ml.
3. 10 uu ml.
4. 1 pipeta pasteur.
5. matraz Elen Meyer.
6. probeta graduada.
7. pipeta automática.
8. vidrio de reloj.
Se utiliza el matraz con agua para pipetear y pasar el agua a la probeta para medir exactamente sin que “la gravedad gane “, utilizando la pipeta pasteur.
10 ul = 2 gotas de la pipeta pasteur.
5.0 ul = 1 gota de la pipeta automática.
Practica 3: ¨Pipeteo¨
Materiales:
4 pipetas volumétricas.
1. 10 y litros.
2. 10 ml.
3. 10 uu ml.
4. 1 pipeta pasteur.
5. matraz Elen Meyer.
6. probeta graduada.
7. pipeta automática.
8. vidrio de reloj.
Se utiliza el matraz con agua para pipetear y pasar el agua a la probeta para medir exactamente sin que “la gravedad gane “, utilizando la pipeta pasteur.
10 ul = 2 gotas de la pipeta pasteur.
5.0 ul = 1 gota de la pipeta automática.
sábado, 2 de mayo de 2009
vernier
VERNIER
CALIBRADOR PIE DE REY 0 VERNIER
Calibrador vernier es uno de los instrumentos mecánicos para medición lineal de exteriores, medición de interiores y de profundidades más ampliamente utilizados. Se creé que la escala vernier fue inventado por un portugués llamado Petrus Nonius. El calibrador vernier actual fue desarrollado después, en 1631 por Pierre Vernier.
El vernier o nonio que poseen los calibradores actuales permiten realizar fáciles lecturas hasta 0.05 o 0.02 mm y de 0.001″ o 1/128″ dependiendo del sistema de graduación a utilizar (métrico o inglés).
CALIBRADOR PIE DE REY 0 VERNIER
Calibrador vernier es uno de los instrumentos mecánicos para medición lineal de exteriores, medición de interiores y de profundidades más ampliamente utilizados. Se creé que la escala vernier fue inventado por un portugués llamado Petrus Nonius. El calibrador vernier actual fue desarrollado después, en 1631 por Pierre Vernier.
El vernier o nonio que poseen los calibradores actuales permiten realizar fáciles lecturas hasta 0.05 o 0.02 mm y de 0.001″ o 1/128″ dependiendo del sistema de graduación a utilizar (métrico o inglés).
practica pesos y medidas
Centro de Bachillerato Tecnológico
industrial y de servicios no. 155
Hidalgo Reyes Yahaira Anette
2lm
Med. Víctor Manuel Alfaro López
Operar equipo y materiales de laboratorio
Practica
Pesos y medidas
31-marzo-2009
Objetivo: El alumno técnico en laboratorio clínico deberá aprender a usar la balanza granataria para saber los pesos, volúmenes y medidas exactas de las sustancias y algunos materiales de laboratorio. Teniendo como finalidad capacitarnos en lo más básico.
Introducción: Los alumnos de laboratorio clínico, deben utilizar lo balanza granataria de forma adecuada utilizando los conocimientos anteriormente conocidos, para poder obtener los resultados exactos.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo: El alumno debe llagar puntualmente al laboratorio de análisis clínicos químicos y portando su equipo de bioseguridad (bata blanca, gorro, guantes y cubre boca).
Instrucciones al desarrollar dentro del laboratorio clínico:
Materiales que se ocuparan en esta práctica
Pipetas graduadas, volumétricas, buretas, probetas, vaso de precipitado, matraz elen meyer, pipetas pasteur, pipetas de Salí, pipeta de tomas.
1.-Dentro del procedimiento se va a llevar acabo la actividad de pesar y medir los materiales de cristalería así como las sustancias, solventes y otros tipos de reactivos que se soliciten.
2.-Los pesos y medidas deben ser en forma ordenada y para ello se ocupa una balanza grataría donde se debe pesar los materiales identificados en forma individual registrando los pesos de cada uno.
3.-Una vez teniendo los pesos de los materiales se les aplicara un reactivo ya sea sólido, en polvo o líquido y se registrara el peso con el reactivo y así poder llegar a ocupar nuestro sistema métrico decimal y el sistema anglosajón.
4.-El alumno tendrá que comparar el peso del agua corriente (de la llave) y para ello ocupara pipetas graduadas.
5.-Introduzca la punta de la pipeta hasta que el líquido hacienda en el interior de la pipeta hacia arriba la marca superior. La succión la pueden hacer con la boca si es agua y con perillas de hule si son líquidos corrosivos.
6.-En las pipetas de Salí y de tomas se requiere utilizar una manguera especial con boquilla la cual se debe succionar cuidadosamente hasta la marca que contiene y registramos la medida del producto introducido en ellas que es microlitos.
7.-Controla las descargas de las pipetas graduadas o volumétricas con el dedo índice de la mano, para saber si ya esta la cantidad exacta y pueda observar el menisco que se forma.
8.-Realice 5 determinaciones de pipetas de diferentes capacidades y para comparar el resultado vacié el contenido de la pipeta en una probeta que tenga capacidad de recibir el liquido que contiene la pipeta.
9.-Lave la pipeta o las pipetas y enjuague con agua destilada, coloque la pipeta en el porta pipetas o gradillas para que se estile y seque.
10.-Antes de ocupar sus materiales de cristalería cualquiera que sea se deben de revisar cuidadosamente y verificar que no estén bretados o rotos.
Bitácora:
Caja de petri: 87.9 gr.
Medio de cultivo: 450 gr.
Vidrio de reloj: 25 gr.
Probeta graduada 100 ml: 98.4 gr.
Pipeta de Salí: 4.8 gr.
Pipeta de 5 ml: 22.9 gr.
Vidrio escavado: 31.1 gr.
Vaso de precipitado de 500 ml: 117.2 gr.
Vaso de precipitado de 50 ml: 27.6 gr.
Pipeta pasteur: 3.7 gr.
Espátula: 51.6 gr.
Tubo de ensaye: 9 gr.
Manguerilla con boquilla: 3.5 gr.
Cristalizador: 47.9 gr.
Cristalizador con sal: 79.1 gr.
Sal: 31.1 gr.
Pipeta de 100 ml: 3.3 gr.
Vidrio de reloj con una gota de agua: 25.1 gr.
Vidrio de reloj con 1 ml de agua: 25.2 gr.
Conclusión: Esta práctica nos fue de mucha utilidad por que aprendimos a pesar, materiales y sustancias, le perdimos el miedo a usar los materiales de vidrio y tuvimos el cuidado necesario con los materiales.
Cada uno de los integrantes tuvo que pasar a medir y pesar cada uno de los instrumentos para tener confianza y perderle el miedo por completo.
En pocas palabras yo diría que esta práctica nos fue de mucha utilidad.
industrial y de servicios no. 155
Hidalgo Reyes Yahaira Anette
2lm
Med. Víctor Manuel Alfaro López
Operar equipo y materiales de laboratorio
Practica
Pesos y medidas
31-marzo-2009
Objetivo: El alumno técnico en laboratorio clínico deberá aprender a usar la balanza granataria para saber los pesos, volúmenes y medidas exactas de las sustancias y algunos materiales de laboratorio. Teniendo como finalidad capacitarnos en lo más básico.
Introducción: Los alumnos de laboratorio clínico, deben utilizar lo balanza granataria de forma adecuada utilizando los conocimientos anteriormente conocidos, para poder obtener los resultados exactos.
Indice:
Portada.
Objetivo.
Introducción.
Indice.
Desarrollo.
Bitácora.
Conclusión.
Desarrollo: El alumno debe llagar puntualmente al laboratorio de análisis clínicos químicos y portando su equipo de bioseguridad (bata blanca, gorro, guantes y cubre boca).
Instrucciones al desarrollar dentro del laboratorio clínico:
Materiales que se ocuparan en esta práctica
Pipetas graduadas, volumétricas, buretas, probetas, vaso de precipitado, matraz elen meyer, pipetas pasteur, pipetas de Salí, pipeta de tomas.
1.-Dentro del procedimiento se va a llevar acabo la actividad de pesar y medir los materiales de cristalería así como las sustancias, solventes y otros tipos de reactivos que se soliciten.
2.-Los pesos y medidas deben ser en forma ordenada y para ello se ocupa una balanza grataría donde se debe pesar los materiales identificados en forma individual registrando los pesos de cada uno.
3.-Una vez teniendo los pesos de los materiales se les aplicara un reactivo ya sea sólido, en polvo o líquido y se registrara el peso con el reactivo y así poder llegar a ocupar nuestro sistema métrico decimal y el sistema anglosajón.
4.-El alumno tendrá que comparar el peso del agua corriente (de la llave) y para ello ocupara pipetas graduadas.
5.-Introduzca la punta de la pipeta hasta que el líquido hacienda en el interior de la pipeta hacia arriba la marca superior. La succión la pueden hacer con la boca si es agua y con perillas de hule si son líquidos corrosivos.
6.-En las pipetas de Salí y de tomas se requiere utilizar una manguera especial con boquilla la cual se debe succionar cuidadosamente hasta la marca que contiene y registramos la medida del producto introducido en ellas que es microlitos.
7.-Controla las descargas de las pipetas graduadas o volumétricas con el dedo índice de la mano, para saber si ya esta la cantidad exacta y pueda observar el menisco que se forma.
8.-Realice 5 determinaciones de pipetas de diferentes capacidades y para comparar el resultado vacié el contenido de la pipeta en una probeta que tenga capacidad de recibir el liquido que contiene la pipeta.
9.-Lave la pipeta o las pipetas y enjuague con agua destilada, coloque la pipeta en el porta pipetas o gradillas para que se estile y seque.
10.-Antes de ocupar sus materiales de cristalería cualquiera que sea se deben de revisar cuidadosamente y verificar que no estén bretados o rotos.
Bitácora:
Caja de petri: 87.9 gr.
Medio de cultivo: 450 gr.
Vidrio de reloj: 25 gr.
Probeta graduada 100 ml: 98.4 gr.
Pipeta de Salí: 4.8 gr.
Pipeta de 5 ml: 22.9 gr.
Vidrio escavado: 31.1 gr.
Vaso de precipitado de 500 ml: 117.2 gr.
Vaso de precipitado de 50 ml: 27.6 gr.
Pipeta pasteur: 3.7 gr.
Espátula: 51.6 gr.
Tubo de ensaye: 9 gr.
Manguerilla con boquilla: 3.5 gr.
Cristalizador: 47.9 gr.
Cristalizador con sal: 79.1 gr.
Sal: 31.1 gr.
Pipeta de 100 ml: 3.3 gr.
Vidrio de reloj con una gota de agua: 25.1 gr.
Vidrio de reloj con 1 ml de agua: 25.2 gr.
Conclusión: Esta práctica nos fue de mucha utilidad por que aprendimos a pesar, materiales y sustancias, le perdimos el miedo a usar los materiales de vidrio y tuvimos el cuidado necesario con los materiales.
Cada uno de los integrantes tuvo que pasar a medir y pesar cada uno de los instrumentos para tener confianza y perderle el miedo por completo.
En pocas palabras yo diría que esta práctica nos fue de mucha utilidad.
Tipo de bacteria que crece en los medios de cultivo habilitados
Los gases principales que afectan al desarrollo microbiano son el oxigeno y dióxido de carbono. Las bacterias presentan una respuesta amplia y variable al oxigeno libre clasificándose en cuatro grupos:
• Aerobias: Bacterias que se desarrollan en presencia de oxigeno (O) libre.
• Anaerobias: Bacterias que se desarrollan en ausencia de oxigeno (O) libre.
• Aerobias facultabas: Bacterias que se desarrollan tanto en presencia como en ausencia de oxigeno (O) libre.
• Microaefilas: Bacterias que crecen en presencia de pequeñas cantidades de oxigeno (O) libre.
• Aerobias: Bacterias que se desarrollan en presencia de oxigeno (O) libre.
• Anaerobias: Bacterias que se desarrollan en ausencia de oxigeno (O) libre.
• Aerobias facultabas: Bacterias que se desarrollan tanto en presencia como en ausencia de oxigeno (O) libre.
• Microaefilas: Bacterias que crecen en presencia de pequeñas cantidades de oxigeno (O) libre.
salmonella, proteus y brusella
Salmonella, proteus y brusella
La salmonella: genero de bacterias patógenas. Las salmonellas son bacterias gram negativas, no espoluradas y móviles, que pertenecen a la familia entero-bacteriáceas.
Existen tres tipos de especies: salmonella typhi, s.choleraesuis y s. enteriditis. Esta última presenta más de 1.400 variedades antigénicas distintas.
Clasificación científica: el genero salmonella pertenece a la familia enterobacteriaceae.
Tipo Especie Enfermedad
Bacilo Salmonella sp. Gastroenteritis
Bacilo Salmonella typhi Disentería bacilar
Bacilo Salmonella typhimurium Sigelosis
Proteus: los cálculos de estruvita se forman por las infecciones urinarias, sobre todo por el bacito proteus. Hay tres especies que causan infecciones oportunistas en el hombre: p. vulgaris, p. marabilis y p. penneri.
Clasificación científica: las enterobacterias constituyen la familia Enterobacteriáceas (Enterobacteriaceae). La salmonelosis es producida por las especies Salmonella choleraesuis y Salmonella enteriditis; la peste, por Yersinia pestis. Otros géneros de esta familia son Shigella, Escherichia, Proteus y Enterobacter.
Brusella: brusella abortus es una bacteria que causa abortos e infertilidad. Se multiplica en el citoplasma celular invadiendo los mecanismos de muerte intracelular.
La salmonella: genero de bacterias patógenas. Las salmonellas son bacterias gram negativas, no espoluradas y móviles, que pertenecen a la familia entero-bacteriáceas.
Existen tres tipos de especies: salmonella typhi, s.choleraesuis y s. enteriditis. Esta última presenta más de 1.400 variedades antigénicas distintas.
Clasificación científica: el genero salmonella pertenece a la familia enterobacteriaceae.
Tipo Especie Enfermedad
Bacilo Salmonella sp. Gastroenteritis
Bacilo Salmonella typhi Disentería bacilar
Bacilo Salmonella typhimurium Sigelosis
Proteus: los cálculos de estruvita se forman por las infecciones urinarias, sobre todo por el bacito proteus. Hay tres especies que causan infecciones oportunistas en el hombre: p. vulgaris, p. marabilis y p. penneri.
Clasificación científica: las enterobacterias constituyen la familia Enterobacteriáceas (Enterobacteriaceae). La salmonelosis es producida por las especies Salmonella choleraesuis y Salmonella enteriditis; la peste, por Yersinia pestis. Otros géneros de esta familia son Shigella, Escherichia, Proteus y Enterobacter.
Brusella: brusella abortus es una bacteria que causa abortos e infertilidad. Se multiplica en el citoplasma celular invadiendo los mecanismos de muerte intracelular.
pruebas serologicas
Pruebas serologicas
Prueba serologica: Existen barios tipos de pruebas serologicas como, serologica salmonella typhi, serologia del toxoplasma, serologia del virus de herpes, serologia del virus de la rubéola.
Reacciones Febriles: Son un grupo de pruebas de aglutinación que investigan la presencia en el suero del paciente, de anticuerpos contra cepas bacterianas patógenos que causan la fiebre de tifoidea, paratifoidea y brucelosis.
VDRL: Es un examen de tamizaje para sífilis que mide los anticuerpos llamados reaginas, que pueden ser producidos por el treponema pallidum, la bacteria causante de dicha enfermedad.
Prueba de Embarazo: Los métodos procoses son los que permiten detectar el embarazo en sus primeros días y antes de su principal síntoma, la suspensión de la menstruación o amenorrea.
Brusella: Es un genero de bacterias Gram negativas. Son cocobasilos pequeños, no-móviles y encapsulados.
Salmonella: Es un genero de bacteria que pertenece a la familia enterobacteriaceoe, formado por bacilos gramnegativos, anaerobios facultivos, con flagelos peritricos y que no desarrollan capsula ni esporas.
Prueba serologica: Existen barios tipos de pruebas serologicas como, serologica salmonella typhi, serologia del toxoplasma, serologia del virus de herpes, serologia del virus de la rubéola.
Reacciones Febriles: Son un grupo de pruebas de aglutinación que investigan la presencia en el suero del paciente, de anticuerpos contra cepas bacterianas patógenos que causan la fiebre de tifoidea, paratifoidea y brucelosis.
VDRL: Es un examen de tamizaje para sífilis que mide los anticuerpos llamados reaginas, que pueden ser producidos por el treponema pallidum, la bacteria causante de dicha enfermedad.
Prueba de Embarazo: Los métodos procoses son los que permiten detectar el embarazo en sus primeros días y antes de su principal síntoma, la suspensión de la menstruación o amenorrea.
Brusella: Es un genero de bacterias Gram negativas. Son cocobasilos pequeños, no-móviles y encapsulados.
Salmonella: Es un genero de bacteria que pertenece a la familia enterobacteriaceoe, formado por bacilos gramnegativos, anaerobios facultivos, con flagelos peritricos y que no desarrollan capsula ni esporas.
pruebas serologicas
Practicas
1 microscopio.
2 pesos y medidas.
3 pipeteo.
4 enfoque de microorganismos.
Lamina de cristal para inmunologia.
Placa evacuada.
Bacilos HOAB proteus
(Gram) brusella oxig.
Entero bacterias
Serologia
Serologia
Febrilin: Reactivo
Prueba de aglutinación
Salmonella:
Hígado dañado.
Tifoidea.
H-A-0x19
Paratifoidea
A-B-0x19
Brucellosis
Diluciones:
Brusella: sangre
Copro
Serologia
V.D.R.L
Sífilis
Prueba de embarazo
Pipeta automática 10-100 ml
1 microscopio.
2 pesos y medidas.
3 pipeteo.
4 enfoque de microorganismos.
Lamina de cristal para inmunologia.
Placa evacuada.
Bacilos HOAB proteus
(Gram) brusella oxig.
Entero bacterias
Serologia
Serologia
Febrilin: Reactivo
Prueba de aglutinación
Salmonella:
Hígado dañado.
Tifoidea.
H-A-0x19
Paratifoidea
A-B-0x19
Brucellosis
Diluciones:
Brusella: sangre
Copro
Serologia
V.D.R.L
Sífilis
Prueba de embarazo
Pipeta automática 10-100 ml
practica 3
seguir estructura dada
Practica 3
Pipeteo
-manejo de pipetas
Con la utilización de equipo de cristalería en el termino de pipetas graduadas para realizar la actividad de medición de líquidos (volumen) de un mililitro hasta cinco.
En la cubeta para rotor de equipo científico llamado monarca se hace un balanceo en cifra de microlitos (20) se utiliza la pipeta automática en forma manual aplicamos la graduación con la misma pipeta graduada se toma una muestra de liquido y se deposita en el vidrio de reloj y se compara contra la cubeta de rotor.
• Se comparan las medidas de todas las pipetas y todos los integrantes de la mesa deben realizar la actividad de pipeteo.
• Lamina de cristal para pruebas inmunológicas (serologicas): su característica es escavada y algunas otras solo tienen un circulo plástico para contener el liquido que se deposita en el.
La pipeta pasteur la ocupamos con su glóbulo de extracción se utiliza para el punteo, para la lamina de cristal.
Practica 3
Pipeteo
-manejo de pipetas
Con la utilización de equipo de cristalería en el termino de pipetas graduadas para realizar la actividad de medición de líquidos (volumen) de un mililitro hasta cinco.
En la cubeta para rotor de equipo científico llamado monarca se hace un balanceo en cifra de microlitos (20) se utiliza la pipeta automática en forma manual aplicamos la graduación con la misma pipeta graduada se toma una muestra de liquido y se deposita en el vidrio de reloj y se compara contra la cubeta de rotor.
• Se comparan las medidas de todas las pipetas y todos los integrantes de la mesa deben realizar la actividad de pipeteo.
• Lamina de cristal para pruebas inmunológicas (serologicas): su característica es escavada y algunas otras solo tienen un circulo plástico para contener el liquido que se deposita en el.
La pipeta pasteur la ocupamos con su glóbulo de extracción se utiliza para el punteo, para la lamina de cristal.
practica 1
Practica
Mesa 3
Caja de petri: 87.9 gr.
Medio de cultivo: 450 gr.
Vidrio de reloj: 25 gr.
Probeta graduada 100 ml: 98.4 gr.
Pipeta de Saly: 4.8 gr.
Pipeta de 5 ml: 22.9 gr.
Vidrio escavado: 31.1 gr.
Vaso de precipitado de 500 ml: 117.2 gr.
Vaso de precipitado de 50 ml: 27.6 gr.
Pipeta pasteur: 3.7 gr.
Espátula: 51.6 gr.
Tubo de ensaye: 9 gr.
Manguerilla con boquilla: 3.5 gr.
Cristalizador: 47.9 gr.
Cristalizador con sal: 79.1 gr.
Sal: 31.1 gr.
Pipeta de 100 ml: 3.3 gr.
Vidrio de reloj con una gota de agua: 25.1 gr.
Vidrio de reloj con 1 ml de agua: 25.2 gr.
Mesa 3
Caja de petri: 87.9 gr.
Medio de cultivo: 450 gr.
Vidrio de reloj: 25 gr.
Probeta graduada 100 ml: 98.4 gr.
Pipeta de Saly: 4.8 gr.
Pipeta de 5 ml: 22.9 gr.
Vidrio escavado: 31.1 gr.
Vaso de precipitado de 500 ml: 117.2 gr.
Vaso de precipitado de 50 ml: 27.6 gr.
Pipeta pasteur: 3.7 gr.
Espátula: 51.6 gr.
Tubo de ensaye: 9 gr.
Manguerilla con boquilla: 3.5 gr.
Cristalizador: 47.9 gr.
Cristalizador con sal: 79.1 gr.
Sal: 31.1 gr.
Pipeta de 100 ml: 3.3 gr.
Vidrio de reloj con una gota de agua: 25.1 gr.
Vidrio de reloj con 1 ml de agua: 25.2 gr.
Nombre de las células vegetales de: cebolla, tomate y lechuga.
Célula de la cebolla: Las células de la catafilia de la cebolla tienen las paredes celulares muy distinguibles del resto de la célula y mas a un con azul de metileno, están en posiciones que se notan ordenadas a simple vista y son transparentes.
Célula del tomate: En el citoplasma se percibe una serie de gránulos rojizos-anaranjados que son los cloroplastos, el núcleo puede llegar a observarse por un típico aspecto y tamaño.
Célula de la lechuga: Las estomas poseen cloroplastos estas se encuentran en las estomas en ambas caras del limbo o solo en el envés.
Célula del tomate: En el citoplasma se percibe una serie de gránulos rojizos-anaranjados que son los cloroplastos, el núcleo puede llegar a observarse por un típico aspecto y tamaño.
Célula de la lechuga: Las estomas poseen cloroplastos estas se encuentran en las estomas en ambas caras del limbo o solo en el envés.
camara de neubauer
Es un instrumento utilizado en cultivo celular para realizar conteo de células, en un medio de cultivo líquido.
Consta de dos placas de vidrio.
Una de las placas posee una gradilla de dimensiones conocidas y que es visible al microscopio.
Consta de dos placas de vidrio.
Una de las placas posee una gradilla de dimensiones conocidas y que es visible al microscopio.
¿Cuanta cantidad de moléculas inorgánicas existen en el organismo humano?
Cloro (Cl): Es necesario para la regulación del balance hídrico provocando acido carhidrico del tejido gástrico.
Sodio (Na): Interviene en la regulación del balance hídrico provocando la retención de agua en el organismo.
Agua (H2O): Actúa en el balance hídrico favorecido de eliminación del organismo.
Yodo (I): Es necesario para que la glándula tiroides elabore la secreción hormonal que regule el metabolismo de los glusidos.
Hierro (Fe): Es imprecendible para la formación de la hemoglobina de los glóbulos rojos.
Calcio (Ca) y Fósforo (P):Son los que constituyen la parte inorganica de los huesos.
Sodio (Na): Interviene en la regulación del balance hídrico provocando la retención de agua en el organismo.
Agua (H2O): Actúa en el balance hídrico favorecido de eliminación del organismo.
Yodo (I): Es necesario para que la glándula tiroides elabore la secreción hormonal que regule el metabolismo de los glusidos.
Hierro (Fe): Es imprecendible para la formación de la hemoglobina de los glóbulos rojos.
Calcio (Ca) y Fósforo (P):Son los que constituyen la parte inorganica de los huesos.
viernes, 17 de abril de 2009
Tipo de bacteria que crece en los medios de cultivo habilitados
Los gases principales que afectan al desarrollo microbiano son el oxigeno y dióxido de carbono. Las bacterias presentan una respuesta amplia y variable al oxigeno libre clasificándose en cuatro grupos:
• Aerobias: Bacterias que se desarrollan en presencia de oxigeno (O) libre.
• Anaerobias: Bacterias que se desarrollan en ausencia de oxigeno (O) libre.
• Aerobias facultabas: Bacterias que se desarrollan tanto en presencia como en ausencia de oxigeno (O) libre.
• Microaefilas: Bacterias que crecen en presencia de pequeñas cantidades de oxigeno (O) libre.
• Aerobias: Bacterias que se desarrollan en presencia de oxigeno (O) libre.
• Anaerobias: Bacterias que se desarrollan en ausencia de oxigeno (O) libre.
• Aerobias facultabas: Bacterias que se desarrollan tanto en presencia como en ausencia de oxigeno (O) libre.
• Microaefilas: Bacterias que crecen en presencia de pequeñas cantidades de oxigeno (O) libre.
domingo, 22 de marzo de 2009
Unidad 2
Pesos y medidas
Practica 1
El alumno debe llegar puntualmente al laboratorio de análisis clínicos y portando su equipo de bioseguridad (bata blanca, gorro, cubre bocas).
Instrucciones a desarrollar dentro del laboratorio clínico
Materiales que se ocuparan en esta práctica.
Pipetas graduadas, volumetracas, buretas, probetas, vaso de prcipitado, matraz elen meyer, pipeta pasteur, pipeta de salí, pipeta de tomas.
Dentro del procedimiento se llevara acabo la actividad de pesar y medir los materiales de cristalería así como las sustancias, solventes y otro tipo de reactivos que se solicitan.
Los pesos y medidas deben de ser en forma ordenada y para ello se ocupa una balanza granataria donde se depositaran los materiales indicados de forma individual registrando los pesos de cada uno.
Una vez teniendo los pesos de los materiales se les aplicara un reactivo cualquiera ya sea sólido, en polvo o en liquido y se registrara el peso con el reactivo y así poder llegar a ocupar nuestro sistema métrico decimal y sistema anglosajón.
El alumno deberá comparar el peso de un mililitro de agua destilada contra el peso de un mililitro de agua corriente de la llave y para ello ocupara pipetas graduadas.
Introduzca la punta de la pipeta hasta el fondo del recipiente que contiene la solución o solvente y succione hasta que el líquido hacienda en el interior de la pipeta hacia arriba la marca superior.
La succión la pueden hacer con la boca si es agua y con perillas de hule si son líquidos corrosivos.
En las pipetas de Salí y de tomas se requiere utilizar una manguera especial con boquilla la cual se debe succionar cuidadosamente hasta la marca que contiene y registramos la medida del producto introducido en ellas que es en microlitos.
Controle las descargas de las pipetas graduadas y volumétricas con el dedo índice de la mano para saber si ya esta la cantidad exacta y pueda observar el menisco que se forma.
Realice determinaciones con pipetas de diferente capacidad y para comparar los resultados vacié el contenido de la pipeta en una probeta que tenga capacidad de recibir el liquido que contiene la pipeta.
Lave la pipeta o las pipetas y enjuague el porta pipetas (gradillas) para que se estile y seque.
Antes de ocupar sus materiales de cristalería cualquiera que sea se debe revisar cuidadosamente y verificar que no estén quebrados, estrellado o en mal estado para ello deben llenar una forma de laboratorio de solicitud de materiales.
Pesos y medidas
Practica 1
El alumno debe llegar puntualmente al laboratorio de análisis clínicos y portando su equipo de bioseguridad (bata blanca, gorro, cubre bocas).
Instrucciones a desarrollar dentro del laboratorio clínico
Materiales que se ocuparan en esta práctica.
Pipetas graduadas, volumetracas, buretas, probetas, vaso de prcipitado, matraz elen meyer, pipeta pasteur, pipeta de salí, pipeta de tomas.
Dentro del procedimiento se llevara acabo la actividad de pesar y medir los materiales de cristalería así como las sustancias, solventes y otro tipo de reactivos que se solicitan.
Los pesos y medidas deben de ser en forma ordenada y para ello se ocupa una balanza granataria donde se depositaran los materiales indicados de forma individual registrando los pesos de cada uno.
Una vez teniendo los pesos de los materiales se les aplicara un reactivo cualquiera ya sea sólido, en polvo o en liquido y se registrara el peso con el reactivo y así poder llegar a ocupar nuestro sistema métrico decimal y sistema anglosajón.
El alumno deberá comparar el peso de un mililitro de agua destilada contra el peso de un mililitro de agua corriente de la llave y para ello ocupara pipetas graduadas.
Introduzca la punta de la pipeta hasta el fondo del recipiente que contiene la solución o solvente y succione hasta que el líquido hacienda en el interior de la pipeta hacia arriba la marca superior.
La succión la pueden hacer con la boca si es agua y con perillas de hule si son líquidos corrosivos.
En las pipetas de Salí y de tomas se requiere utilizar una manguera especial con boquilla la cual se debe succionar cuidadosamente hasta la marca que contiene y registramos la medida del producto introducido en ellas que es en microlitos.
Controle las descargas de las pipetas graduadas y volumétricas con el dedo índice de la mano para saber si ya esta la cantidad exacta y pueda observar el menisco que se forma.
Realice determinaciones con pipetas de diferente capacidad y para comparar los resultados vacié el contenido de la pipeta en una probeta que tenga capacidad de recibir el liquido que contiene la pipeta.
Lave la pipeta o las pipetas y enjuague el porta pipetas (gradillas) para que se estile y seque.
Antes de ocupar sus materiales de cristalería cualquiera que sea se debe revisar cuidadosamente y verificar que no estén quebrados, estrellado o en mal estado para ello deben llenar una forma de laboratorio de solicitud de materiales.
sábado, 14 de marzo de 2009
microscopio
Microscopio óptico
Microscopio óptico de juguete
Un microscopio óptico es un microscopio basado en lentes ópticas. El desarrollo de este aparato suele asociarse con los trabajos de Anton van Leeuwenhoek. Los microscopios de Leeuwenhoek constaban de una única lente pequeña y convexa, montada sobre una plancha, con un mecanismo para sujetar el material que se iba a examinar (la muestra o espécimen). Este uso de una única lente convexa se conoce como microscopio simple, en el que se incluye la lupa, entre otros aparatos ópticos. Partes del microscopio óptico y sus funciones [editar]
Ocular: lente situada cerca del ojo del observador. Amplía la imagen del objetivo.
Objetivo: lente situada cerca de la preparación. Amplía la imagen de ésta.
Condensador: lente que concentra los rayos luminosos sobre la preparación.
Diafragma: regula la cantidad de luz que entra en el condensador.
Foco: dirige los rayos luminosos hacia el condensador.
Lente ocular: Capta y amplia la imagen formada en los objetivos.
Tubo: es una càmara oscura unida al brazo mediante una cremallera.
Revólver: Es un sistema que coge los objetivos, y que rota para utilizar un objetivo u otro.
Tornillos macro y micrométrico: Son tornillos de enfoque, mueven la platina hacia arriba y hacia abajo. El macrométrico lo hace de forma rápida y el micrométrico de forma lenta. Llevan incorporado un mando de bloqueo que fija la platina a una determinada altura.
Platina: Es una plataforma horizontal con un orificio central, sobre el que se coloca la preparación, que permite el paso de los rayos procedentes de la fuente de iluminación situada por debajo. Dos pinzas sirven para retener el portaobjetos sobre la platina y un sistema de cremallera guiado por dos tornillos de desplazamiento permite mover la preparación de delante hacia atrás o de izquierda a derecha y viceversa. En la parte posterior de uno de los laterales se encuentra un nonius que permite fijar las coordenadas de cualquier campo óptico; de esta forma se puede acudir a el cuando interesa.
Sistema de iluminación
La fuente de luz 1, con la ayuda de una lente (o sistema) 2, llamada colector, se representa en el plano del diafragma iris de abertura 5 del condensador 6. Este diagrama se instala en el plano focal anterior del condensador 6 y puede variar su abertura numérica. El diagrama iris 3 dispuesto junto al colector 2 es el diafragma de campo. La variación del diámetro del diafragma de campo permite obtener su imagen igual al campo visual lineal del microscopio. La abertura numérica del condensador 6 supera, generalmente la de la abertura del objetivo microscópico.
Sistema de Iluminación
MANEJO Y USO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO COMPUESTO
Partes de un microscopio óptico
El microscopio compuesto
Un microscopio compuesto es un microscopio óptico que tiene más de un lente. Los microscopios compuestos se utilizan especialmente para examinar objetos transparentes, o cortados en láminas tan finas que se transparentan. Se emplea para aumentar o ampliar las imágenes de objetos y organismos no visibles a simple vista. El microscopio óptico común está conformado por tres sistemas:
El sistema mecánico está constituido por una serie de piezas en las que van instaladas las lentes, que permiten el movimiento para el enfoque.
El sistema óptico comprende un conjunto de lentes, dispuestas de tal manera que producen el aumento de las imágenes que se observan a través de ellas.
El sistema de iluminación comprende las partes del microscopio que reflejan, transmiten y regulan la cantidad de luz necesaria para efectuar la observación a través del microscopio.
La parte mecánica del microscopio
La parte mecánica del microscopio comprende el pie, el tubo, el revólver, el asa, la platina, el carro, el tornillo macrométrico y el tornillo micrométrico. Estos elementos sostienen la parte óptica y de iluminación; además, permiten los desplazamientos necesarios para el enfoque del objeto.
El pie. Constituye la base sobre la que se apoya el microscopio y tiene por lo general forma de Y o bien es rectangular.
El tubo. Tiene forma cilíndrica y está ennegrecido internamente para evitar las molestias que ocasionan los reflejos de la luz. En su extremidad superior se colocan los oculares.
El revólver. Es una pieza giratoria provista de orificios en los que se enroscan los objetivos. Al girar el revólver, los objetivos pasan por el eje del tubo y se colocan en posición de trabajo, lo que se nota por el ruido de un piñón que lo fija.
La columna, llamada también asa o brazo, es una pieza colocada en la parte posterior del aparato. Sostiene el tubo en su porción superior y por el extremo inferior se adapta al pie.
La platina. Es una pieza metálica plana en la que se coloca la preparación u objeto que se va a observar. Presenta un orificio, en el eje óptico del tubo, que permite el paso de los rayos luminosos a la preparación. La platina puede ser fija, en cuyo caso permanece inmóvil; en otros casos puede ser giratoria; es decir, mediante tornillos laterales puede centrarse o producir movimientos circulares.
Carro. Es un dispositivo, colocado sobre la platina, que permite deslizar la preparación con movimiento ortogonal de adelante hacia atrás y de derecha a izquierda.
El tornillo macrométrico. Girando este tornillo, asciende o desciende el tubo del microscopio, deslizándose en sentido vertical gracias a una cremallera. Estos movimientos largos permiten el enfoque rápido de la preparación.
El tornillo micrométrico. Mediante el movimiento casi imperceptible que produce al deslizar el tubo o la platina, se logra el enfoque exacto y nítido de la preparación. Lleva acoplado un tambor graduado en divisiones de 0,001 mm., que se utiliza para precisar sus movimientos y puede medir el espesor de los objetos.
Sistema óptico
El sistema óptico es el encargado de reproducir y aumentar las imágenes mediante el conjunto de lentes que lo componen. Está formado por los oculares y los objetivos. El objetivo proyecta una imagen de la muestra que el ocular luego amplía.
Los oculares:
están constituidos generalmente por dos lentes, dispuestas sobre un tubo corto. Los oculares más generalmente utilizados son los de: 8X, 10X, 12,5X, 15X. La X se utiliza para expresar en forma abreviada los aumentos.
Los objetivos:
se disponen en una pieza giratoria denominada revólver y producen el aumento de las imágenes de los objetos y organismos, y, por tanto, se hallan cerca de la preparación que se examina. Los objetivos utilizados corrientemente son de dos tipos: objetivos secos y objetivos de inmersión
Los objetivos secos
Se utilizan sin necesidad de colocar sustancia alguna entre ellos y la preparación. En la cara externa llevan una serie de índices que indican el aumento que producen, la abertura numérica y otros datos. Así, por ejemplo, si un objetivo tiene estos datos: plan 40/0,65 y 160/0,17, significa que el objetivo es planacromático, su aumento 40 y su abertura numérica 0,65, calculada para una longitud de tubo de 160 mm. El número de objetivos varía con el tipo de microscopio y el uso a que se destina. Los aumentos de los objetivos secos más frecuentemente utilizados son: 6X, 10X, 20X, 45X y 60X.
El objetivo de inmersión
Está compuesto por un complicado sistema de lentes. Para observar a través de este objetivo es necesario colocar una gota de aceite de cedro entre el objetivo y la preparación, de manera que la lente frontal entre en contacto con el aceite de cedro. Generalmente, estos objetivos son de 100X y se distingue por uno o dos círculos o anillos de color negro que rodea su extremo inferior.
Sistema de iluminación
Este sistema tiene como finalidad dirigir la luz natural o artificial de tal manera que ilumine la preparación u objeto que se va a observar en el microscopio de la manera adecuada. Comprende los siguientes elementos:
Fuente de iluminación
Se trata generalmente de una lámpara incandescente de tungsteno sobrevoltada. Por delante de ella se sitúa un condensador (una lente convergente) e, idealmente, un diafragma de campo, que permite controlar el diámetro de la parte de la preparación que queda iluminada, para evitar que exceda el campo de observación produciendo luces parásitas.
El espejo
necesario si la fuente de iluminación no está construida dentro del microscopio y ya alineada con el sistema óptico, como suele ocurrir en los microscopios modernos. Suele tener dos caras: una cóncava y otra plana. Goza de movimientos en todas las direcciones. La cara cóncava se emplea de preferencia con iluminación artificial, y la plana, para iluminación natural (luz solar).
Condensador
El condensador está formado por un sistema de lentes, cuya finalidad es concentrar luminosos los rayos sobre el plano de la preparación, formando un cono de luz con el mismo ángulo que el del campo del objetivo. El condensador se sitúa debajo de la platina y su lente superior es generalmente planoconvexa, quedando la cara superior plana en contacto con la preparación cuando se usan objetivos de gran abertura (los de mayor ampliación); existen condensadores de inmersión, que piden que se llene con aceite el espacio entre esa lente superior y la preparación. La abertura numérica máxima del condensador debe ser al menos igual que la del objetivo empleado, o no se logrará aprovechar todo su poder separador. El condensador puede deslizarse verticalmente sobre un sistema de cremallera mediante un tornillo, bajándose para su uso con objetivos de poca potencia.
Diafragma
El condensador está provisto de un diafragma-iris, que regula su abertura para ajustarla a la del objetivo. Puede emplearse, de manera irregular, para aumentar el contraste, lo que se hace cerrándolo más de lo que conviene si se quiere aprovechar la resolución del sistema óptico
.
,
r.
Trayectoria del rayo de luz a través del microscopio
El haz luminoso procedente de la lámpara pasa directamente a través del diafragma al condensador. Gracias al sistema de lentes que posee el condensador, la luz es concentrada sobre la preparación a observar. El haz de luz penetra en el objetivo y sigue por el tubo hasta llegar al ocular, donde es captado por el ojo del observador
Propiedades del microscopio
Poder separador
También llamado a veces poder de resolución, es una cualidad del microscopio, y se define como la distancia mínima entre dos puntos próximos que pueden verse separados. El ojo normal no puede ver separados dos puntos cuando su distancia es menor a una décima de milímetro. En el microscopio viene limitado por la longitud de onda de la radiación empleada; en el microscopio óptico, el poder separador máximo conseguido es de 0,2 décimas de micrómetro (la mitad de la longitud de onda de la luz azul), y en el microscopio electrónico, el poder separador llega hasta 10 Å.
Poder de definición
Se refiere a la nitidez de las imágenes obtenidas, sobre todo respecto a sus contornos. Esta propiedad depende de la calidad y de la corrección de las aberraciones de las lentes utilizadas
Ampliación del microscopio
En términos generales se define como la relación entre el diámetro aparente de la imagen y el diámetro o longitud del objeto. Esto quiere decir que si el microscopio aumenta 100 diámetros un objeto, la imagen que estamos viendo es 100 veces mayor linealmente que el tamaño real del objeto (la superficie de la imagen será 1002, es decir 10.000 veces mayor). Para calcular el aumento que está proporcionando un microscopio, basta multiplicar los aumentos respectivos debidos al objetivo y el ocular empleados. Por ejemplo, si estamos utilizando un objetivo de 45X y un ocular de 10X, la ampliación con que estamos viendo la muestra será: 45X x 10X = 450X, lo cual quiere decir que la imagen del objeto está ampliada 450 veces, también expresado como 450 diámetros.
Campo del microscopio
Se denomina campo del microscopio al círculo visible que se observa a través del microscopio. También podemos definirlo como la porción del plano visible observado a través del microscopio. Si el aumento es mayor, el campo disminuye, lo cual quiere decir que el campo es inversamente proporcional al aumento del microscopio. Para medir el diámetro del campo del microscopio con cualquiera de los objetivos se utiliza el micrómetro, al que se hará referencia en el siguiente punto.
Mantenimiento del microscopio
El microscopio debe estar protegido del polvo, humedad y otros agentes que pudieran dañarlo. Mientras no esté en uso debe guardarse en un estuche o gabinete, o bien cubrirlo con una bolsa plástica o campana de vidrio.
Las partes mecánicas
Deben limpiarse con un paño suave; en algunos casos, éste se puede humedecer con xilol para disolver ciertas manchas de grasa, aceite de cedro, parafina, etc. Que hayan caído sobre las citadas partes.
La limpieza de las partes ópticas requiere precauciones especiales
Para ello debe emplearse papel "limpiante" que expiden las casas distribuidoras de material de laboratorio. Nunca deben tocarse las lentes del ocular, objetivo y condensador con los dedos; las huellas digitales perjudican la visibilidad, y cuando se secan resulta trabajoso eliminarlas.
Para una buena limpieza de las lentes
Puede humedecerse el papel "limpiante" con éter y luego pasarlo por la superficie cuantas veces sea necesario. El aceite de cedro que queda sobre la lente frontal del objetivo de inmersión debe quitarse inmediatamente después de finalizada la observación. Para ello se puede pasar el papel "limpialentes" impregnado con una gota de xilol. Para guardarlo se acostumbra colocar el objetivo de menor aumento sobre la platina y bajado hasta el tope; el condensador debe estar en su posición más baja, para evitar que tropiece con alguno de los objetivos. Guárdese en lugares secos, para evitar que la humedad favorezca la formación de hongos. Ciertos ácidos y otras sustancias químicas que producen emanaciones fuertes, deben mantenerse alejados del microscopio.
.
Conclusiones
El Microscopio es: cualquiera de los distintos tipos de instrumentos que se utilizan para obtener una imagen aumentada de objetos minúsculos o detalles muy pequeños de los mismos. El microscopio simple o lente de aumento es el más sencillo de todos y consiste en realidad en una lupa que agranda la imagen del objeto observado. Las evidentes limitaciones de este sistema, conocido desde la antigüedad, y el desarrollo de la óptica y de la construcción de lentes hizo que surgieran en el siglo XVII los microscopios compuestos, diestramente utilizados por el holandés Antonie van Leewenhock en el estudio de la microfauna de los estanques y charlas. Estas observaciones, unidas a las de Robert Hooke, establecieron la microscopia como poderosa herramienta científica.
Normas generales de uso del laboratorio
Para el desarrollo de las prácticas es conveniente tener en cuenta algunas normas elementales que deben ser observadas con toda escrupulosidad.
Antes de realizar una práctica, debe leerse detenidamente para adquirir una idea clara de su objetivo, fundamento y técnica. Los resultados deben ser siempre anotados cuidadosamente apenas se conozcan.
El orden y la limpieza deben presidir todas las experiencias de laboratorio. En consecuencia, al terminar cada práctica se procederá a limpiar cuidadosamente el material que se ha utilizado.
Cada grupo de prácticas se responsabilizará de su zona de trabajo y de su material.
Antes de utilizar un compuesto hay que fijarse en la etiqueta para asegurarse de que es el que se necesita y de los posibles riesgos de su manipulación.
No devolver nunca a los frascos de origen los sobrantes de los productos utilizados sin consultar con el profesor.
No tacar con las manos y menos con la boca los productos químicos.
Todo el material, especialmente los aparatos delicados, como lupas y microscopios, deben manejarse con cuidado evitando los golpes o el forzar sus mecanismos.
Los productos inflamables (gases, alcohol, éter, etc.) deben mantenerse alejados de las llamas de los mecheros. Si hay que calentar tubos de ensayo con estos productos, se hará al baño María, nunca directamente a la llama. Si se manejan mecheros de gas se debe tener mucho cuidado de cerrar las llaves de paso al apagar la llama.
Cuando se manejan productos corrosivos (ácidos, álcalis, etc.) deberá hacerse con cuidado para evitar que salpiquen el cuerpo o los vestidos. Nunca se verterán bruscamente en los tubos de ensayo, sino que se dejarán resbalar suavemente por su pared.
Cuando se quiera diluir un ácido, nunca se debe echar agua sobre ellos; siempre al contrario: ácido sobre agua.
Cuando se vierta un producto líquido, el frasco que lo contiene se inclinará de forma que la etiqueta quede en la parte superior para evitar que si escurre líquido se deteriore dicha etiqueta y no se pueda identificar el contenido del frasco.
No pipetear nunca con la boca. Se debe utilizar la bomba manual, una jeringuilla o artilugio que se disponga en el Centro.
Las pipetas se cogerán de forma que sea el dedo índice el que tape su extremo superior para regular la caída de líquido.
Al enrasar un líquido con una determinada división de escala graduada debe evitarse el error de paralaje levantando el recipiente graduado a la altura de los ojos para que la visual al enrase sea horizontal.
Cuando se calientan a la llama tubos de ensayo que contienen líquidos debe evitarse la ebullición violenta por el peligro que existe de producir salpicaduras. El tubo de ensayo se acercará a la llama inclinado y procurando que ésta actúe sobre la mitad superior del contenido y, cuando se observe que se inicia la ebullición rápida, se retirará, acercándolo nuevamente a los pocos segundos y retirándolo otra vez al producirse una nueva ebullición, realizando así un calentamiento intermitente. En cualquier caso, se evitará dirigir la boca del tubo hacia la cara o hacia otra persona.
Cualquier material de vidrio no debe enfriarse bruscamente justo después de haberlos calentado con el fin de evitar roturas.
Los cubreobjetos y portaobjetos deben cogerse por los bordes para evitar que se engrasen.
Microscopio óptico de juguete
Un microscopio óptico es un microscopio basado en lentes ópticas. El desarrollo de este aparato suele asociarse con los trabajos de Anton van Leeuwenhoek. Los microscopios de Leeuwenhoek constaban de una única lente pequeña y convexa, montada sobre una plancha, con un mecanismo para sujetar el material que se iba a examinar (la muestra o espécimen). Este uso de una única lente convexa se conoce como microscopio simple, en el que se incluye la lupa, entre otros aparatos ópticos. Partes del microscopio óptico y sus funciones [editar]
Ocular: lente situada cerca del ojo del observador. Amplía la imagen del objetivo.
Objetivo: lente situada cerca de la preparación. Amplía la imagen de ésta.
Condensador: lente que concentra los rayos luminosos sobre la preparación.
Diafragma: regula la cantidad de luz que entra en el condensador.
Foco: dirige los rayos luminosos hacia el condensador.
Lente ocular: Capta y amplia la imagen formada en los objetivos.
Tubo: es una càmara oscura unida al brazo mediante una cremallera.
Revólver: Es un sistema que coge los objetivos, y que rota para utilizar un objetivo u otro.
Tornillos macro y micrométrico: Son tornillos de enfoque, mueven la platina hacia arriba y hacia abajo. El macrométrico lo hace de forma rápida y el micrométrico de forma lenta. Llevan incorporado un mando de bloqueo que fija la platina a una determinada altura.
Platina: Es una plataforma horizontal con un orificio central, sobre el que se coloca la preparación, que permite el paso de los rayos procedentes de la fuente de iluminación situada por debajo. Dos pinzas sirven para retener el portaobjetos sobre la platina y un sistema de cremallera guiado por dos tornillos de desplazamiento permite mover la preparación de delante hacia atrás o de izquierda a derecha y viceversa. En la parte posterior de uno de los laterales se encuentra un nonius que permite fijar las coordenadas de cualquier campo óptico; de esta forma se puede acudir a el cuando interesa.
Sistema de iluminación
La fuente de luz 1, con la ayuda de una lente (o sistema) 2, llamada colector, se representa en el plano del diafragma iris de abertura 5 del condensador 6. Este diagrama se instala en el plano focal anterior del condensador 6 y puede variar su abertura numérica. El diagrama iris 3 dispuesto junto al colector 2 es el diafragma de campo. La variación del diámetro del diafragma de campo permite obtener su imagen igual al campo visual lineal del microscopio. La abertura numérica del condensador 6 supera, generalmente la de la abertura del objetivo microscópico.
Sistema de Iluminación
MANEJO Y USO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO COMPUESTO
Partes de un microscopio óptico
El microscopio compuesto
Un microscopio compuesto es un microscopio óptico que tiene más de un lente. Los microscopios compuestos se utilizan especialmente para examinar objetos transparentes, o cortados en láminas tan finas que se transparentan. Se emplea para aumentar o ampliar las imágenes de objetos y organismos no visibles a simple vista. El microscopio óptico común está conformado por tres sistemas:
El sistema mecánico está constituido por una serie de piezas en las que van instaladas las lentes, que permiten el movimiento para el enfoque.
El sistema óptico comprende un conjunto de lentes, dispuestas de tal manera que producen el aumento de las imágenes que se observan a través de ellas.
El sistema de iluminación comprende las partes del microscopio que reflejan, transmiten y regulan la cantidad de luz necesaria para efectuar la observación a través del microscopio.
La parte mecánica del microscopio
La parte mecánica del microscopio comprende el pie, el tubo, el revólver, el asa, la platina, el carro, el tornillo macrométrico y el tornillo micrométrico. Estos elementos sostienen la parte óptica y de iluminación; además, permiten los desplazamientos necesarios para el enfoque del objeto.
El pie. Constituye la base sobre la que se apoya el microscopio y tiene por lo general forma de Y o bien es rectangular.
El tubo. Tiene forma cilíndrica y está ennegrecido internamente para evitar las molestias que ocasionan los reflejos de la luz. En su extremidad superior se colocan los oculares.
El revólver. Es una pieza giratoria provista de orificios en los que se enroscan los objetivos. Al girar el revólver, los objetivos pasan por el eje del tubo y se colocan en posición de trabajo, lo que se nota por el ruido de un piñón que lo fija.
La columna, llamada también asa o brazo, es una pieza colocada en la parte posterior del aparato. Sostiene el tubo en su porción superior y por el extremo inferior se adapta al pie.
La platina. Es una pieza metálica plana en la que se coloca la preparación u objeto que se va a observar. Presenta un orificio, en el eje óptico del tubo, que permite el paso de los rayos luminosos a la preparación. La platina puede ser fija, en cuyo caso permanece inmóvil; en otros casos puede ser giratoria; es decir, mediante tornillos laterales puede centrarse o producir movimientos circulares.
Carro. Es un dispositivo, colocado sobre la platina, que permite deslizar la preparación con movimiento ortogonal de adelante hacia atrás y de derecha a izquierda.
El tornillo macrométrico. Girando este tornillo, asciende o desciende el tubo del microscopio, deslizándose en sentido vertical gracias a una cremallera. Estos movimientos largos permiten el enfoque rápido de la preparación.
El tornillo micrométrico. Mediante el movimiento casi imperceptible que produce al deslizar el tubo o la platina, se logra el enfoque exacto y nítido de la preparación. Lleva acoplado un tambor graduado en divisiones de 0,001 mm., que se utiliza para precisar sus movimientos y puede medir el espesor de los objetos.
Sistema óptico
El sistema óptico es el encargado de reproducir y aumentar las imágenes mediante el conjunto de lentes que lo componen. Está formado por los oculares y los objetivos. El objetivo proyecta una imagen de la muestra que el ocular luego amplía.
Los oculares:
están constituidos generalmente por dos lentes, dispuestas sobre un tubo corto. Los oculares más generalmente utilizados son los de: 8X, 10X, 12,5X, 15X. La X se utiliza para expresar en forma abreviada los aumentos.
Los objetivos:
se disponen en una pieza giratoria denominada revólver y producen el aumento de las imágenes de los objetos y organismos, y, por tanto, se hallan cerca de la preparación que se examina. Los objetivos utilizados corrientemente son de dos tipos: objetivos secos y objetivos de inmersión
Los objetivos secos
Se utilizan sin necesidad de colocar sustancia alguna entre ellos y la preparación. En la cara externa llevan una serie de índices que indican el aumento que producen, la abertura numérica y otros datos. Así, por ejemplo, si un objetivo tiene estos datos: plan 40/0,65 y 160/0,17, significa que el objetivo es planacromático, su aumento 40 y su abertura numérica 0,65, calculada para una longitud de tubo de 160 mm. El número de objetivos varía con el tipo de microscopio y el uso a que se destina. Los aumentos de los objetivos secos más frecuentemente utilizados son: 6X, 10X, 20X, 45X y 60X.
El objetivo de inmersión
Está compuesto por un complicado sistema de lentes. Para observar a través de este objetivo es necesario colocar una gota de aceite de cedro entre el objetivo y la preparación, de manera que la lente frontal entre en contacto con el aceite de cedro. Generalmente, estos objetivos son de 100X y se distingue por uno o dos círculos o anillos de color negro que rodea su extremo inferior.
Sistema de iluminación
Este sistema tiene como finalidad dirigir la luz natural o artificial de tal manera que ilumine la preparación u objeto que se va a observar en el microscopio de la manera adecuada. Comprende los siguientes elementos:
Fuente de iluminación
Se trata generalmente de una lámpara incandescente de tungsteno sobrevoltada. Por delante de ella se sitúa un condensador (una lente convergente) e, idealmente, un diafragma de campo, que permite controlar el diámetro de la parte de la preparación que queda iluminada, para evitar que exceda el campo de observación produciendo luces parásitas.
El espejo
necesario si la fuente de iluminación no está construida dentro del microscopio y ya alineada con el sistema óptico, como suele ocurrir en los microscopios modernos. Suele tener dos caras: una cóncava y otra plana. Goza de movimientos en todas las direcciones. La cara cóncava se emplea de preferencia con iluminación artificial, y la plana, para iluminación natural (luz solar).
Condensador
El condensador está formado por un sistema de lentes, cuya finalidad es concentrar luminosos los rayos sobre el plano de la preparación, formando un cono de luz con el mismo ángulo que el del campo del objetivo. El condensador se sitúa debajo de la platina y su lente superior es generalmente planoconvexa, quedando la cara superior plana en contacto con la preparación cuando se usan objetivos de gran abertura (los de mayor ampliación); existen condensadores de inmersión, que piden que se llene con aceite el espacio entre esa lente superior y la preparación. La abertura numérica máxima del condensador debe ser al menos igual que la del objetivo empleado, o no se logrará aprovechar todo su poder separador. El condensador puede deslizarse verticalmente sobre un sistema de cremallera mediante un tornillo, bajándose para su uso con objetivos de poca potencia.
Diafragma
El condensador está provisto de un diafragma-iris, que regula su abertura para ajustarla a la del objetivo. Puede emplearse, de manera irregular, para aumentar el contraste, lo que se hace cerrándolo más de lo que conviene si se quiere aprovechar la resolución del sistema óptico
.
,
r.
Trayectoria del rayo de luz a través del microscopio
El haz luminoso procedente de la lámpara pasa directamente a través del diafragma al condensador. Gracias al sistema de lentes que posee el condensador, la luz es concentrada sobre la preparación a observar. El haz de luz penetra en el objetivo y sigue por el tubo hasta llegar al ocular, donde es captado por el ojo del observador
Propiedades del microscopio
Poder separador
También llamado a veces poder de resolución, es una cualidad del microscopio, y se define como la distancia mínima entre dos puntos próximos que pueden verse separados. El ojo normal no puede ver separados dos puntos cuando su distancia es menor a una décima de milímetro. En el microscopio viene limitado por la longitud de onda de la radiación empleada; en el microscopio óptico, el poder separador máximo conseguido es de 0,2 décimas de micrómetro (la mitad de la longitud de onda de la luz azul), y en el microscopio electrónico, el poder separador llega hasta 10 Å.
Poder de definición
Se refiere a la nitidez de las imágenes obtenidas, sobre todo respecto a sus contornos. Esta propiedad depende de la calidad y de la corrección de las aberraciones de las lentes utilizadas
Ampliación del microscopio
En términos generales se define como la relación entre el diámetro aparente de la imagen y el diámetro o longitud del objeto. Esto quiere decir que si el microscopio aumenta 100 diámetros un objeto, la imagen que estamos viendo es 100 veces mayor linealmente que el tamaño real del objeto (la superficie de la imagen será 1002, es decir 10.000 veces mayor). Para calcular el aumento que está proporcionando un microscopio, basta multiplicar los aumentos respectivos debidos al objetivo y el ocular empleados. Por ejemplo, si estamos utilizando un objetivo de 45X y un ocular de 10X, la ampliación con que estamos viendo la muestra será: 45X x 10X = 450X, lo cual quiere decir que la imagen del objeto está ampliada 450 veces, también expresado como 450 diámetros.
Campo del microscopio
Se denomina campo del microscopio al círculo visible que se observa a través del microscopio. También podemos definirlo como la porción del plano visible observado a través del microscopio. Si el aumento es mayor, el campo disminuye, lo cual quiere decir que el campo es inversamente proporcional al aumento del microscopio. Para medir el diámetro del campo del microscopio con cualquiera de los objetivos se utiliza el micrómetro, al que se hará referencia en el siguiente punto.
Mantenimiento del microscopio
El microscopio debe estar protegido del polvo, humedad y otros agentes que pudieran dañarlo. Mientras no esté en uso debe guardarse en un estuche o gabinete, o bien cubrirlo con una bolsa plástica o campana de vidrio.
Las partes mecánicas
Deben limpiarse con un paño suave; en algunos casos, éste se puede humedecer con xilol para disolver ciertas manchas de grasa, aceite de cedro, parafina, etc. Que hayan caído sobre las citadas partes.
La limpieza de las partes ópticas requiere precauciones especiales
Para ello debe emplearse papel "limpiante" que expiden las casas distribuidoras de material de laboratorio. Nunca deben tocarse las lentes del ocular, objetivo y condensador con los dedos; las huellas digitales perjudican la visibilidad, y cuando se secan resulta trabajoso eliminarlas.
Para una buena limpieza de las lentes
Puede humedecerse el papel "limpiante" con éter y luego pasarlo por la superficie cuantas veces sea necesario. El aceite de cedro que queda sobre la lente frontal del objetivo de inmersión debe quitarse inmediatamente después de finalizada la observación. Para ello se puede pasar el papel "limpialentes" impregnado con una gota de xilol. Para guardarlo se acostumbra colocar el objetivo de menor aumento sobre la platina y bajado hasta el tope; el condensador debe estar en su posición más baja, para evitar que tropiece con alguno de los objetivos. Guárdese en lugares secos, para evitar que la humedad favorezca la formación de hongos. Ciertos ácidos y otras sustancias químicas que producen emanaciones fuertes, deben mantenerse alejados del microscopio.
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Conclusiones
El Microscopio es: cualquiera de los distintos tipos de instrumentos que se utilizan para obtener una imagen aumentada de objetos minúsculos o detalles muy pequeños de los mismos. El microscopio simple o lente de aumento es el más sencillo de todos y consiste en realidad en una lupa que agranda la imagen del objeto observado. Las evidentes limitaciones de este sistema, conocido desde la antigüedad, y el desarrollo de la óptica y de la construcción de lentes hizo que surgieran en el siglo XVII los microscopios compuestos, diestramente utilizados por el holandés Antonie van Leewenhock en el estudio de la microfauna de los estanques y charlas. Estas observaciones, unidas a las de Robert Hooke, establecieron la microscopia como poderosa herramienta científica.
Normas generales de uso del laboratorio
Para el desarrollo de las prácticas es conveniente tener en cuenta algunas normas elementales que deben ser observadas con toda escrupulosidad.
Antes de realizar una práctica, debe leerse detenidamente para adquirir una idea clara de su objetivo, fundamento y técnica. Los resultados deben ser siempre anotados cuidadosamente apenas se conozcan.
El orden y la limpieza deben presidir todas las experiencias de laboratorio. En consecuencia, al terminar cada práctica se procederá a limpiar cuidadosamente el material que se ha utilizado.
Cada grupo de prácticas se responsabilizará de su zona de trabajo y de su material.
Antes de utilizar un compuesto hay que fijarse en la etiqueta para asegurarse de que es el que se necesita y de los posibles riesgos de su manipulación.
No devolver nunca a los frascos de origen los sobrantes de los productos utilizados sin consultar con el profesor.
No tacar con las manos y menos con la boca los productos químicos.
Todo el material, especialmente los aparatos delicados, como lupas y microscopios, deben manejarse con cuidado evitando los golpes o el forzar sus mecanismos.
Los productos inflamables (gases, alcohol, éter, etc.) deben mantenerse alejados de las llamas de los mecheros. Si hay que calentar tubos de ensayo con estos productos, se hará al baño María, nunca directamente a la llama. Si se manejan mecheros de gas se debe tener mucho cuidado de cerrar las llaves de paso al apagar la llama.
Cuando se manejan productos corrosivos (ácidos, álcalis, etc.) deberá hacerse con cuidado para evitar que salpiquen el cuerpo o los vestidos. Nunca se verterán bruscamente en los tubos de ensayo, sino que se dejarán resbalar suavemente por su pared.
Cuando se quiera diluir un ácido, nunca se debe echar agua sobre ellos; siempre al contrario: ácido sobre agua.
Cuando se vierta un producto líquido, el frasco que lo contiene se inclinará de forma que la etiqueta quede en la parte superior para evitar que si escurre líquido se deteriore dicha etiqueta y no se pueda identificar el contenido del frasco.
No pipetear nunca con la boca. Se debe utilizar la bomba manual, una jeringuilla o artilugio que se disponga en el Centro.
Las pipetas se cogerán de forma que sea el dedo índice el que tape su extremo superior para regular la caída de líquido.
Al enrasar un líquido con una determinada división de escala graduada debe evitarse el error de paralaje levantando el recipiente graduado a la altura de los ojos para que la visual al enrase sea horizontal.
Cuando se calientan a la llama tubos de ensayo que contienen líquidos debe evitarse la ebullición violenta por el peligro que existe de producir salpicaduras. El tubo de ensayo se acercará a la llama inclinado y procurando que ésta actúe sobre la mitad superior del contenido y, cuando se observe que se inicia la ebullición rápida, se retirará, acercándolo nuevamente a los pocos segundos y retirándolo otra vez al producirse una nueva ebullición, realizando así un calentamiento intermitente. En cualquier caso, se evitará dirigir la boca del tubo hacia la cara o hacia otra persona.
Cualquier material de vidrio no debe enfriarse bruscamente justo después de haberlos calentado con el fin de evitar roturas.
Los cubreobjetos y portaobjetos deben cogerse por los bordes para evitar que se engrasen.
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